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编号:10504521
催产素的研究进展
http://www.100md.com 中华妇产科杂志
     CHINESE JOUNAL OF OBSTETRICS AND GYNECOLOGY

    1999年第34卷第5期Vol.34 No.5 1999

    催产素的研究进展

    刘超斌 王梅英 李东舫

     关键词:催产素 子宫收缩

    1909年Blair-Bell发现,垂体后叶提取物有促进子宫收缩的作用。后来人们证实,其中起宫缩作用的是催产素。从那以后,催产素就被用于催产、引产和防止产后出血。催产素虽然是发现较早、研究较多的一种激素,但在促进分娩中的作用机理及其重要性至今仍有许多不同的看法。本文就催产素的基础研究进展及在产科临床中的应用,作如下综述。

    一、催产素的结构、代谢、体内分布与功能
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    催产素由9个氨基酸组成,其中2个半胱氨酸在1,6位组成1个二硫键,相对分子量为1 007,在血液循环中以自由肽的形式存在。催产素的生物半衰期仅为3~10分钟,在高浓度时半衰期更短。妊娠期间母体的代谢清除率为每千克体重每分钟19~21 ml,主要由肝脏清除,从肾脏以非活性形式排出,妊娠期间催产素还通过子宫的催产素酶降解。催产素主要在下丘脑视上核、室旁核的大细胞中合成,少量在外周器官中合成,其调控机理仍不十分清楚,催产素基因中的调控序列的部位也未明了。催产素能神经元在解剖上的特殊结构使得催产素具有激素和神经递质的双重作用。包含催产素及垂体后叶素运载蛋白的神经分泌颗粒广泛分布于浦肯野纤维,并沿着神经元分布。另外,催产素还广泛分布于子宫、卵巢、睾丸、肾上腺、胸腺和胰腺等器官,并有自主分泌和旁分泌的功能。

    催产素的主要作用是促进子宫收缩。临产时的大鼠子宫催产素的mRNA表达上升150倍,这一改变发生在催产素水平升高之前。但是,尚不清楚在分娩早期,子宫催产素合成的大量增加是否导致了催产素受体的相应增加和子宫的应激状态。也就是说,不需母体血中催产素水平升高,而仅仅需要催产素对子宫内膜上催产素受体的局部旁分泌作用,导致了前列腺素和胎儿催产素的分泌,就可以产生宫缩作用。胎儿也可分泌催产素进入母体。同时,在羊膜、绒毛、胎盘和蜕膜均有催产素基因的表达,他们是分娩时宫内催产素的来源。
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    在子宫收缩中,催产素和催产素受体的相互关系决定了子宫活动的总体平衡。在维持子宫静息或促使其收缩中,催产素和催产素受体处于一个微妙的彼此消长的平衡关系。催产素受体数目若较少,就需要较多的催产素以产生宫缩,妊娠早期即是如此。妊娠后期则正相反。这就构成了人体子宫在整个妊娠过程中对催产素敏感性的基础[1]。另一方面,催产素水平若处于阈下值,即使催产素受体数目很大,也罕有子宫的活动。虽然在临产和第一产程,母体血清催产素水平尚未升高,但从胎儿及子宫、蜕膜而来的催产素可通过内分泌和旁分泌方式作用于子宫肌层,使子宫开始并维持收缩。在人分娩中催产素有双相作用,直接作用于催产素受体介导,以及通过电压而非受体介导的钙通道影响子宫收缩的细胞内生化路径;间接作用是通过刺激羊膜、蜕膜前列腺素F2α和前列腺素E2的合成。

    催产素通过与受体关联的钙通道的激活和肌浆网钙的释放促使子宫收缩。催产素与受体结合后由第二信使介导,通过肌细胞膜上电压或激素调控、由受体介导的细胞外钙内流产生宫缩作用。催产素使1,4,5 - 三磷酸肌醇分泌增加,5 - 三磷酸肌醇动员储存在内质网和肌浆网中的细胞内钙释放,从而引发宫缩。此外,催产素还使细胞产生通过受体激活的、非选择性阳离子通道的内向电流,使细胞膜去极化,产生动作电位和肌肉收缩。对足月妊娠的人子宫肌细胞的体外实验表明,催产素通过膜电位的去极化影响子宫收缩性,但不能影响肌细胞通过间隙联结的相互作用,表明子宫肌收缩和肌细胞协调之间的作用机理是不同的[2]
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    目前,第二信使cAMP和cGMP的作用尚不十分清楚。在体研究观察到,cAMP参与了介导兔妊娠期间羊膜催产素受体数目的指数式增加。通过G蛋白的介导,催产素可使分裂素激活的蛋白激酶的活性增加[3]。通过催产素受体与结合蛋白的Gαq和Gα11链联结的相互作用,催产素还可提高谷丙转氨酶和磷脂酶C的活性[4]

    二、催产素基因及催产素合成的调控

    在下丘脑,催产素与加压素(vasopressin,VP)之间的基因结构和基因组的构成密切相关[5]。他们都有同一起源,均为不超过2 500个碱基对的小片段基因。催产素基因由三个外显子和两段插入序列组成。外显子A包括1个信号肽、催产素序列部分和垂体后叶素运载蛋白的N端部分,外显子B为垂体后叶素运载蛋白的中间部分,外显子C为垂体后叶素运载蛋白的C端部分。人类的催产素、VP基因都位于20号染色体的相同位点上,但转录的方向正好相反。两基因间的序列为9 kb。人、大鼠和母牛催产素基因转录始发处的5'端非编码区域变异较大,仅有几对核苷酸序列相似。催产素与VP基因之间的5'端启动区域的差别也很大。在VP基因内部或附近还有催产素特异的增强子,因为只有通过小片段与VP基因相连接时,催产素基因才能被表达。
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    雌激素可增加大鼠子宫和人羊膜、绒毛膜、蜕膜培养物中催产素基因的表达[6]。大鼠催产素基因的启动区包含两个雌激素反应片段,人的基因则只包含1个。该反应片段只需要1个位于基因的5'侧翼区域的-49 至+36的基因片段。不过,雌激素对催产素基因直接的刺激作用可能仅限于一部分能与雌激素相结合的催产素神经元。大鼠催产素基因中还包含与糖皮质激素相互作用的反应片段。体外实验表明,糖皮质激素可上调羊膜细胞的催产素结合位点,增加前列腺素的分泌[7],其作用机理还不清楚。催产素基因中还有胸腺反应片段。胸腺素可使下丘脑催产素的mRNA表达和血、垂体中催产素的水平显著增加,故推测胸腺素对催产素也有一定的调节作用。

    三、催产素受体

    大鼠子宫肌层有高、中、低3种不同亲合力的催产素结合位点。其中,中亲合力的结合位点为催产素受体,其余两种作用尚不清楚。低亲合力结合位点无明显的药理作用。高亲合力结合位点,据认为与中亲合力结合位点共同作用,对子宫产生影响。在与催产素或其激动剂、拮抗剂相结合后,受体会发生亲合力的变化。所以,尽管受体密度并未改变,只要受体的亲合力发生改变,就可以影响子宫的生物功能和生物学活性。人的子宫肌层催产素受体的相对分子质量约43 000,由388个氨基酸组成,推测含有7个跨膜肽段,与G蛋白结合受体相似[8]。人催产素受体基因位于3p25~3p26上[9,10],子宫肌层、子宫内膜及卵巢的催产素受体由4.4 kb、乳腺由3.6 kb的mRNA编码,但后者数量较少。
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    无论是否在妊娠期间,人的子宫内膜均含有催产素受体[10]。子宫对催产素的敏感性依赖于受体密度。所以,一旦子宫催产素受体数目有实质性的增加,子宫肌层对原先无反应的催产素水平即可产生反应。在妊娠后期和哺乳期,受体对催产素敏感性达到最高时,大鼠子宫肌层和乳腺组织催产素受体的含量也达到了最高值。与非妊娠期相比,妊娠期间人子宫肌层催产素受体mRNA水平,在孕32周和分娩时分别升高100倍和300倍[11],这种改变说明了妊娠期间子宫肌层催产素受体的结合度升高。具有旁分泌功能的羊膜、蜕膜和绒毛膜对子宫肌层改变发挥独特的重要影响。在妊娠期间人、兔、鼠蜕膜含有对催产素高亲合力的受体。分娩时人羊膜、绒毛膜及蜕膜催产素受体含量显著增加。催产素通过与受体结合,提高了蜕膜前列腺素酶的活性,使前列腺素F2α生成量增加。

    在生殖器官中,催产素受体的表达有器官和时相的特异性,提示存在性激素调节的可能性。人子宫肌层催产素受体mRNA的表达率,在非妊娠及妊娠早期只有妊娠后期的1%~2%,提示妊娠后期和分娩时催产素受体含量的升高,可能是在转录水平上调节的。雌激素对人羊膜的催产素受体似乎没有上调作用,然而,在兔羊膜组织培养液中加入糖皮质激素或升高细胞内cAMP的水平均可使催产素受体含量增加,与在体观察见到的妊娠期间催产素受体的上调作用相类似。提示存在着种属特异性。
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    雌激素可使非妊娠大鼠子宫肌层催产素受体含量上升8倍,孕激素可阻断这一作用。人子宫肌层组织体外培养的研究发现,雌激素可以按剂量、时间依赖的方式增加催产素受体的含量,孕激素则以浓度依赖的方式抑制这一增加[12]。雌激素的这种刺激作用导致子宫靶细胞的孕激素受体、雌激素受体和催产素受体产生堆积,孕激素使雌激素受体含量下降,并导致催产素受体含量的下降以及催产素受体的灭活和降解。在月经周期正常和绝经后的妇女,子宫催产素受体水平与雌激素无关,也不受孕激素的抑制。催产素受体与血浆雌激素、孕激素水平呈平行上升关系。孕激素可能通过受体后机制抑制连接间隙,控制子宫肌层的反应性;雌激素则可在受体后水平上易化磷脂酶-C的活性[13]

    四、临床应用

    1.刺激宫缩:从1954年由du Vig- neaud等成功合成催产素以来,已广泛应用于刺激子宫收缩、引产或促进分娩,也应用于产后止血。但在使用的剂量和方式上意见还不十分统一[14]。主要存在两种分歧。一种认为,使用药理剂量(可高达422 mU/ min)较为适宜,另一种则倾向于使用生理剂量或低剂量(2~8 mU/min)。虽然临床上使用药理剂量不乏成功的例子,但最近有关催产素受体的研究资料不支持使用超大剂量,因为催产素须要与其受体结合才能产生宫缩效应,过多的用量一方面形成浪费,另一方面可能会产生一些副作用。比如过量的催产素将与加压素V2受体结合,产生抗利尿作用[15];还可能与肾脏的催产素受体结合导致利钠作用和低钠血症[16]。而最近的临床观察也证实,低剂量的催产素有确切疗效。
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    在应用低剂量催产素引产时,只有高亲合力催产素结合位点被激活。催产素可能对其受体存在调节作用,在分娩早期起上调作用,后期则起下调作用。产妇子宫催产素受体的含量,分娩前期显著高于分娩后期。若给予大剂量或长时间输注催产素,子宫催产素受体的含量可下降;人子宫肌细胞的体外实验也表明,加入催产素1小时后,催产素受体的含量明显下降,这一作用存在剂量和时间相关性,提示大剂量催产素对催产素受体有下调作用[12]

    催产素仍是美国粮食和药品管理局唯一认可的引产药物[17]。通过对催产素药代动力学、受体活性和临床资料的分析认为,催产素输注时剂量增加的间隔必须在20~40分钟[14]。也有人认为,间隔时间可短至15分钟或长至60分钟。由于体内催产素以脉冲或间歇方式释放,又有已结合的催产素受体对未结合催产素的暂时性失活等因素,使脉冲给药方式越来越受到重视。在应用催产素引产和增强产力的研究中观察到,间隔8分钟的脉冲式给药效果与持续性输注给药效果是相同的,并可以降低新生儿高胆红质血症的发生率。
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    2.促宫颈成熟: 羊妊娠期间,宫颈上皮组织、肌肉及结缔组织均有较低的催产素受体mRNA的表达,在动情期宫颈胶原纤维含有高亲合力的结合位点[18]。静脉应用催产素与宫颈应用前列腺素E2对人宫颈成熟的作用效果是相同的,均可使Bishop评分增至(7.08±2.4)分[19]。促宫颈成熟是引产前的重要准备,临床上一般应用催产素1~2U加在5%葡萄糖液500 ml中,静脉滴注4~8小时,每日1次,连续3日,也可与前列腺素合用。有4.8%病例应用前列腺素E2后发生子宫过激和胎儿窘迫,应用低剂量催产素(4mU/min)的病例则未出现这些反应。离体实验表明,催产素促使宫颈的前列腺素E2释放,其作用的靶组织是宫颈粘膜上皮组织[20]

    3.催产素拮抗剂的应用: 临床上一直在寻找一种高特异性、没有象硫酸镁、β受体兴奋剂、前列腺素合成抑制剂和钙通道阻滞剂那样对孕妇、胎儿有副作用的安全有效的保胎药物。应用催产素拮抗剂阻断催产素受体以预防和治疗早产,是一项较有发展前景的疗法。atosiban[1-巯基丙酸-右旋酪氨酸(2-乙基)-苏氨酸-8-鸟氨酸催产素]及其相关肽是一类催产素受体拮抗剂,通过阻止第二信使的生成和细胞内钙的升高,抑制子宫的收缩,以竞争的方式结合催产素受体,因而对子宫肌层的激活是可逆的[21]。其作用消失后,组织可恢复对催产素的敏感性,不存在由此引起的产后子宫衰弱。其胎盘通透率也相对较低,在胎儿血循环中无明显堆积,对孕妇的副作用很少。
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    有人报道,对13例无妊娠合并症、孕27~35周的早产孕妇进行了观察。全部患者均接受了每分钟25 μg或更大剂量的atosiban治疗,时间为1~10小时,均出现了明显的宫缩抑制。在使用总量达到4.7mg以上时,7例患者中6例出现完全性宫缩抑制,尽管给予β受体兴奋剂,10例患者中3例出现了早产[22]。给12例早产孕妇应用每分钟剂量为25~100 μg的atosiban,其中6例取得了完全性的保胎。这6例中,2例在2~3周后分娩。另外3例孕期不足28周,均无显著的保胎反应。Goodwin等[21]采用了随机取样和双盲法,以安慰剂为对照,观察atosiban对早产宫缩的治疗作用。112例、平均孕期为32周的孕妇中,56例采用剂量为每分钟300 μg的atosiban治疗,另56例用安慰剂,各给药2小时,结果证实,atosiban组的平均宫缩频率显著低于安慰剂组。

    早产时,atosiban对由催产素发动的子宫收缩的抑制作用与催产素受体含量呈完全性相关。这种相关性支持在无并发症的早产中,催产素是产生子宫收缩的病因的说法。对于妊娠小于28周的孕妇,atosiban无明显的保胎作用,可能是晚期流产和子宫催产素受体含量升高相关甚少的缘故,但观察的例数还很有限。经临床观察初步显示,催产素拮抗剂是副作用少、安全有效的保胎药,但还需要严格按照随机、大样本、双盲法和安慰剂对照的研究来证实其效果和安全性。
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    作者单位:350001 福州,福建省妇幼保健院妇产科(刘超斌,王梅英);

    内蒙古自治区赤峰市人民医院妇产科(李东舫)

    参考文献

    1 Theobald GW,Robards MF, Suster PEN. Changes in myometrial sensitivity to oxytocin in man during the last six weeks of pregnancy. Br J Obstet Gynecol,1969,76:385-393.

    2 Ciray HN,Backstrom T,Ulmsten U.Ineffectiveness of oxytocin&127;of intercellular communication between term pregnant human myometrial cells before labor.Am J Obstet Gynecol,1998,178: 855-861.
, http://www.100md.com
    3 Ohmichi M, Koike K, Nohara A,et al. Oxytocin stimulates mitogen-activated protein kinase activity in cultured human puerperal uterine myometrial cells. Endocrinology, 1995,136 :2082-2087.

    4 Ku CY,Qian A,Wen Y,et al.Oxytocin stimulates myometrial guanosine triphosphatase and phospholipase-C activities via coupling to Gaq/11.Endocrinology,1995,136: 1509-1515.

    5 Mohr E, Meyerhof W,Eichter D.The hypothalamic hormone oxytocin: from gene expression to signal transduction. Rev Physiol Biochem Pharmacol,1992,121:31-48.
, http://www.100md.com
    6 Chibbar R,Wong S,Miller FD, et al.Estrogen stimulates oxytocin gene expression in human chorio-decidua.J Clin Endocrinol Metab,1995,80:567-572.

    7 Hinko A,Soloff MS.Up-regulation of oxytocin receptors in rabbit amnion by glucocorticoids: Potentiation by cyclic adenosine 3',5'-monophosphate.Endocrinology,1993, 133:1511 -1519.

    8 Kimura T, Azuma C, Takemura M. Molecular cloning of a human oxytocin receptor. Regul Pept,1993,45:73-77.
, 百拇医药
    9 Michelini S,Urbanek M, Dean M, et al. Polymorphism and genetic mapping of the human oxytocin receptor gene on chromosome 3.Am J Med Genet,1995,60:183-187.

    10 Simons CF Jr,Clancy TE,Quan R,et al.The oxytocin receptor gene (OXTR) localizes to human chormosome 3p25 by fluorescence in situ hybridization and PCR analysis of somatic cell hybrids.Genomics,1995,26:623-625.

    11 Kimura T,Takemura M,Nomura S,et al.Expression of oxytocin receptor in human pregnant myometrium.Endocrinology,1996,137 :7780-7785.
, 百拇医药
    12 Aachi S,Oku M.The regulation of oxytocin receptor expression in human myometrial monolayer culture.J Smooth Muscle Res, 1995,31:175-187.

    13 Phaneuf S,Europe-Finner GN,MacKenzie IZ,et al. Effects of oestradiol and tamoxifen on oxytocin-induced phospholipase C activation in human myometrial cells. J Reprod Fertil,1995,103:121-126.

    14 Dawood MY.Pharmacological stimulation of uterine contraction. Semin Perinatol,1995,19:73-83.
, http://www.100md.com
    15 Chou CL,DiGiovanni SR,Luther A,et al.Oxytocin as an antidiuretic hormone Ⅱ: rrole of V2 vasopressin receptor.Am J Physiol,1995,269:78-85.

    16 Ostrowske NL,Young WS, Lolait SJ. Estrogen increases renal oxytocin receptor gene expression. Endocrinology,1995,136 :1801-1804.

    17 Kramer RL,Gilson GJ. A randomized trial of misoprostol and oxytocin for induction of labor safely and efficacy. Obstet Gynecol,1997,89:387-391.
, 百拇医药
    18 Wathes DC, Smith HF, Leung ST, et al.Oxytocin receptor development in ovine uterus and cervix throughout pregnancy and at parturition as determined by in situ hybridization analysis. J Reprod Fertil,1996,106:23-31.

    19 Magann EF,Perry KG Jr, Dockery JR Jr,et al.Cervical ripening before medical induction of labor: a comparison of prostaglandin E2,estradiol and oxytocin. Am J Obstet Gynecol,1995,172:1702-1706.

    20 Fuchs AR, Richard I, Balvers M,et al. Oxytocin receptors in bovine cervix duing pregnancy and parturition: gene expression and cellular localization. Am J Obstet Gynecol,1996,175:1654-1660.
, 百拇医药
    21 Goodwin TM,Paul RH,Silver H,et al.The effect of the oxytocin antagonist atosiban on preterm uterine activity in the human. Am J Obstet Gynecol,1994,170:474-478.

    22 Akerlund M, Stromberg P,Hanksson A, et al. Inhibition of uterine contractions of premature labor with an oxytocin analogue: results from a pilot study.Br J Obstet Gynecol,1987, 94:1040-1044.

    (收稿:1998-11-14 修回:1999-01-20)

    (本文编辑:侯存明), 百拇医药