神经细胞体外机械损伤模型的研究现状
http://www.100md.com
国外医学神经病学神经外科学分册 2000年第27卷第1期
神经细胞体外机械损伤模型的研究现状
上海长征医院神经外科(200003) 李扬(综述) 江基尧(审校)
摘 要 在现代社会中，颅脑损伤已成为人类伤残乃至死亡的主要病因。为提高治愈率并降低颅脑创伤的伤残率，人们先后建立了多种神经细胞体外机械损伤模型。本文综述了神经细胞体外机械损伤模型的多种常用类型，并介绍其方法和优缺点。
关键词：机械性损伤 神经细胞 体外模型
创伤是现代社会中45岁以下人群致残或死亡的首位原因。美国每年颅脑创伤就诊病人达200万以上，其中约7500人死亡。给社会和家庭造成沉重的负担。为提高对颅脑损伤发病机制的认识，人们在过去20年中研究出多种在体机械性脑损伤模型。然而，由于动物个体差异和干扰因素多，在体模型也有缺点[1]，体外模型则具有重复性好、试验条件可控性强等显著优点。
, http://www.100md.com
根据实验目的选择神经系统培养物，使用特制的设备对培养物施加机械性损伤，产生各种形式的神经细胞机械损伤病理学特征，再依靠多种试验手段观察神经细胞损伤后病理反应过程，研究其发病机理，寻找和筛选治疗方法[2]。
1 神经细胞体外机械性损伤模型种类
1.1 切割模型
早期Ramony等人曾开展过这类工作，并依此提出轴索损伤在CNS损伤病理中起了主要作用。后人在此基础上建立了两种模型①使用一可塑的管心针去刮擦粘附在培养皿上的神经细胞，切断其轴突，但能保留胞体大部分的完整性[3]。②以旋转的划线器替代管心针，最多时可用6个划线器，通过该方法较前者增加了损伤神经元的产量和损伤程度[4]。该模型可复制出多种类型颅脑损伤后的继发性病理连锁反应，如神经元毒性、枪伤、颅骨穿通伤、刺伤等，它的优点是：易于使用，费用低，很适合于新的治疗药物的筛选。近来有人对该模型进行了改进[5]：应用激光对单个神经元轴突实施显微切割，能更精确控制损伤条件，为脑损伤研究提供了新的试验手段，它的缺点是：在切割过程中，有关生物力学参数如牵张力、外力、速度等无法从实验中获得。
, http://www.100md.com
1.2 压迫损伤模型[6]
Ballenting等首创该类模型，试验中采用一定重量的物体从规定高度自由下落，打击在培养神经元等实验对象上，从而产生类似于脑损伤的实验效果，其优点是：可消除体内模型中因缺血等附加因素给结果造成的混淆，另外可随意调节重物重量和下落高度，为不同的损伤模式提供了多种参数。其缺点是：无法测量外力给实验对象造成的机械损伤牵张力的大小，因而不能提供有效的组织损伤生物力学参数。
1.3 液压模型[7]
在某充满液/气体的特制结构容器中，逐渐升高液/气压，从而使放置于容器中的神经组织培养物承受压力损伤，以模拟简单的颅脑压力伤模型，但该类模型早期要造成神经组织损伤常需较长时间和较高压力，无法模拟真实的临床颅脑瞬间损伤机制。故Sheppard等人对此进行改进，他们采用重物下落叩击容器上连接的一个活塞，使容器内压力产生骤然变化，形成约20ms的压力脉冲，因而较逼真地再现了临床损伤发生时的力学变化。然而，由于神经组织不可压缩性，在压力作用下，脑组织一般不发生明显变化，而是通过液/气压引起的压力梯度在实验组织中产生张力区再造成原发损伤。故该方法仍无法准确地复制体内机械压迫损伤模型。
, http://www.100md.com
1.4 加速模型[8]
人类脑损伤后引起死亡或损伤的一个重要机制是神经组织的加速或减速损伤。它们可通过惯性负荷使组织产生牵拉张力，从而造成挫伤，硬膜下血肿，弥漫性轴索损伤之类的损伤。Lucas等人为模仿该类损伤机制，设计了一种体外模型，实验中将神经组织培养物置于烧瓶内，然后施以200g的钟摆样冲击惯性负荷。通过剪力使神经细胞产生损伤，再深入进行损伤后各项理化指标的观察。其优点是：原理简单，易于使用，耗时短。缺点是：只局限于模拟冲击性机械损伤，对加速后剪力造成的细胞变形无法观察。Margnlies等对颅脑替代结构冠状面瞬间非中心旋转模型(脑重量中心离开旋转中心)进行了力学分析，以人或狒狒的颅腔内安置丝制栅网，其内充以透明的凝胶作替代脑，中线位固定多聚乙酰膜替代大脑镰。外力作用时，用高速摄像机拍下瞬间颅内栅网变形、移位情况，动态观察并间接推测脑内应力大小及分布的演变规律，研究表明，替代脑模型与人类或其它灵长类动物的弥漫性轴索损伤的病理象，在空间分布上恰相吻合。并从力学上证实冠状面旋转负荷下脑力剪力与组织损伤密切相关。
, 百拇医药
1.5 液压动力学模型[9]
Laplaca在早期研究的基础上，新建立了一种体外模型，用以研究通过液压动力拉伸、剪切神经培养细胞造成的惯性动力损伤。该模型主要由一个粘附有神经细胞的圆盘与另一个平行的盘形粘度计组成，作用于细胞上的惯性动力负荷由两盘之间的距离及盘的旋转速度来控制。实验中发现较高的旋转惯性负荷易在细胞中产生剪应力，从而造成神经细胞的继发损伤，优点是：细胞损伤状况可在附设的显微镜下直接观察并摄影记录，作用在单个细胞的剪应力也可用特殊的微测量设备进行测量。缺点是：细胞受损状态的观察受视频系统的限制，无法进行持续动态观测。
1.6 细胞拉伸模型[10]
当神经组织细胞培养在某底物上，通过拉伸底物使之变形，作用于神经细胞上的牵张力可通过测量底物上的张力间接获得。Ellis等人据此建立了全新的拉伸损伤模型。他们使用购买的Flex培养盘(有6孔，每孔底部均为2mm厚的硅胶)，通过附设的压力控制器使盘中每孔底部的硅胶膜发生受压后变形，造成粘附在其膜上生长的神经细胞拉伸变形，从而达到机械损伤的效果。其优点：(1)标准的试验培养皿Flex可商购，易于推广。(2)作用于细胞上的牵张力可测量，能获得较理想的机械损伤力学参数。Morrison[11]还报道了新建的底物拉伸牵张模型。主要改进点是增加了一个激光移位传感器来直接测量膜中心部位变形时的力学变化。另外，他们还用特制的改进后压力控制器阀门控制牵拉力的大小和时间，从而能更精确地掌握损伤条件。
, 百拇医药
2 神经细胞体外机械性损伤模型的对象
常用的实验用神经组织培养物主要有三类：①传代细胞株②原代细胞株③实验组织培养片/块。
2.1 传代细胞株[7,12,13]
常用的有：成神经细胞瘤或成神经细胞瘤与胶质瘤杂交细胞株。另外也常使用其它一些细胞株如NT2，该细胞株用retinoic酸处理后可中止分化，形成纯度>95%的分裂期后的细胞株，它的生理特性在许多方面类似于神经元。传代细胞株可提供其它类型所不具有的优点。它们有一定商业来源，可冰冻，传代而提供持续的细胞供应。细胞株一般都比其它原始培养物易于培养。它们的生理特性在许多方面类似于神经元。在体外损伤模型中使用传代细胞株有一个显著的缺憾：尽管它们有些衍生于正常神经元细胞，但其基因或蛋白表达方式明显不同于中止分化的功能性神经元，常不受控制地分裂。因此，当分析该类细胞对机械损伤的反应时要综合考虑其生理特性。
, 百拇医药
2.2 原代细胞株
即在体外对神经组织中的单个或多种细胞成份进行培养，因此，可以对不同细胞类型间在损伤后的相互作用进行研究。这些细胞无需中止分化处理，并能保留类似于体内模型中实验细胞的分子生物学特征。尽管神经元比星形细胞对机械损伤更敏感，但星形细胞易作为与神经元同种的细胞群进行稳定的培养，因而至今仍未单独进行神经元损伤研究[12]。原代细胞株的特点：①取材比较复杂，它常需培养胚胎细胞而获得最好的效果。②实验结果的解释可能仅限于不成熟的或发育中的神经组织。③在取材步骤中，细胞通过机械或酶的手段分离，易造成与体内模型中同样的细胞结构和复杂细胞连接的破坏。④某一细胞株的生物特性可因与其它类型细胞一起培养而发生改变[14]。
2.3 实验组织培养块/片
实验组织培养块/片是进行组织切片或组织块培养而没有单个细胞间的分离。因而可形成三维空间上复杂的细胞间联系。脑和脊髓实验组织培养块/片可用多种方法设计[6]，可将其组织切成包含星形细胞和成熟神经元(包含有髓轴突)的小片、小块后置入培养基中培养。这些切片可取材于幼年或成熟动物。而长时期的组织切片培养仅能由新生动物取材。由于切片可在体外培养中成熟，因此，长期培养易使切片标本从创伤实验中恢复，容易混淆对创伤效果的解释[15]。实验组织培养块/片缺点：①培养物必须是很薄(350～475μm)的切片或极小的组织块以避免中心部位组织的缺氧和坏死，因而很难制作。②切片的厚度妨碍观察。优点：异种细胞系的培养物中，可以对不同类型细胞间的相互作用进行研究。可维持在这些类型细胞中间的复杂的电生理道路和三维空间定位，它能比其它培养系统模拟出更近似于体内模型的状态。
, 百拇医药
3 神经细胞体外机械性损伤模型的用途
体外模型的重要用途是能快速、节省地对潜在的治疗效果进行观察。有利于合理评估治疗药物对细胞活力的影响和神经保护的作用机制。在体外切割和加速损伤模型中，曾观察到NMDA受体和电敏感Ca2+通路抑制剂均有神经元保护作用。且发现两者联合应用后可比任何一种成份单独使用增加损伤后存活神经元的数量[15]。有趣的是，通过激光切割模型却发现，NMDA拮抗剂D-APV没有神经保护作用[16]，因为行激光显微切割时只损伤少量神经元，而其它模型则在操作中损伤较大数量的细胞。
在体外模型中还进行了低温治疗作用的研究[16]。在切割损伤后，神经元培养物分别冷冻在2°、17°、27℃达2～6h后复温37℃，结果发现在17℃培养2h后可增加损伤神经元的存活率。如果在17℃培养6小时之久则会丧失神经元保护作用。而且冷却至17℃以下时可引起与DMDA受体相关的致死冷刺激。Lucas等人提出：低温对神经元保护作用可能由细胞对能量需求减少介导，因为巴比妥酸盐诱导的神经元电静息试验中也发现了类似的神经元保护作用。
, 百拇医药
基因转染治疗脑损伤机制也可在体外切割损伤模式中得以研究[7]。
结 语
体外模型可以复制出脑机械损伤后的病理反应，是颅脑创伤在体模型的有益补充。它有一些独特的优点，如可精确控制细胞外环境、能消除缺血、缺氧等因素对实验结果造成的不良影响、低费用以及为创伤的生物工程研究提供有利条件等。有这些模型的帮助，就可在组织水平上建立新的机械损伤条件耐受标准并用于复合的多因素创伤实验模式研究。还可以精确到模拟分子转导机制。提供诸如离子紊乱和基因表达等损伤反应的宏观研究。尽管它仍无法取代在体模型，但只要合适应用，体外模型也可提供动物模型所欠缺的内容，为颅脑创伤发病机理及治疗研究提供有效的手段。
参考文献
1 Buchan A,et al.J Neurosci,1990;10:311
, 百拇医药
2 Hovda DA,et al.J Neurotrauma,1992;9:S47
3 Tecoma ES,et al.Neuron,1989;2:1541
4 Muhkin AG,et al.J Neurotrauma,1997;14:651
5 Gross GW,et al.J Neurosci,1993;3:1979
6 Balentine JD,et al.Lab Invest,1988;58:93
7 Murphy EJ,et al.J Neurotrauma,1993;10:431
8 Margulies SC,et al.J Biomech,1990;23:823
, 百拇医药
9 Laplaca MC,et al.Ann Biomed Eng,1997;25:665
10 Ellis EF,et al.J Neurotrauma,1995;12:325
11 Morrosin Ⅲ B,et al.Ann Biomed Eng,1998;26:381
12 Kirkpatrick JB,et al.J Neuropathol Exp Neurol,1985;44:268
13 Cargill RS,et al.J Neurotrauma,1996;13:396
14 Charle AC,et al.Dev Neurosci,1994;16:196
15 Wallis RA,et al.Eur J Pharmacol,1995;294:475
16 Lucas JHJ,et al.J Neurotrauma,1994;11:35
17 Rosenberg LJ,et al.Brain Res,1996;734:349
18 Lefrancois T,et al.J Neurosci,1997;17:4121, 百拇医药
上海长征医院神经外科(200003) 李扬(综述) 江基尧(审校)
摘 要 在现代社会中，颅脑损伤已成为人类伤残乃至死亡的主要病因。为提高治愈率并降低颅脑创伤的伤残率，人们先后建立了多种神经细胞体外机械损伤模型。本文综述了神经细胞体外机械损伤模型的多种常用类型，并介绍其方法和优缺点。
关键词：机械性损伤 神经细胞 体外模型
创伤是现代社会中45岁以下人群致残或死亡的首位原因。美国每年颅脑创伤就诊病人达200万以上，其中约7500人死亡。给社会和家庭造成沉重的负担。为提高对颅脑损伤发病机制的认识，人们在过去20年中研究出多种在体机械性脑损伤模型。然而，由于动物个体差异和干扰因素多，在体模型也有缺点[1]，体外模型则具有重复性好、试验条件可控性强等显著优点。
, http://www.100md.com
根据实验目的选择神经系统培养物，使用特制的设备对培养物施加机械性损伤，产生各种形式的神经细胞机械损伤病理学特征，再依靠多种试验手段观察神经细胞损伤后病理反应过程，研究其发病机理，寻找和筛选治疗方法[2]。
1 神经细胞体外机械性损伤模型种类
1.1 切割模型
早期Ramony等人曾开展过这类工作，并依此提出轴索损伤在CNS损伤病理中起了主要作用。后人在此基础上建立了两种模型①使用一可塑的管心针去刮擦粘附在培养皿上的神经细胞，切断其轴突，但能保留胞体大部分的完整性[3]。②以旋转的划线器替代管心针，最多时可用6个划线器，通过该方法较前者增加了损伤神经元的产量和损伤程度[4]。该模型可复制出多种类型颅脑损伤后的继发性病理连锁反应，如神经元毒性、枪伤、颅骨穿通伤、刺伤等，它的优点是：易于使用，费用低，很适合于新的治疗药物的筛选。近来有人对该模型进行了改进[5]：应用激光对单个神经元轴突实施显微切割，能更精确控制损伤条件，为脑损伤研究提供了新的试验手段，它的缺点是：在切割过程中，有关生物力学参数如牵张力、外力、速度等无法从实验中获得。
, http://www.100md.com
1.2 压迫损伤模型[6]
Ballenting等首创该类模型，试验中采用一定重量的物体从规定高度自由下落，打击在培养神经元等实验对象上，从而产生类似于脑损伤的实验效果，其优点是：可消除体内模型中因缺血等附加因素给结果造成的混淆，另外可随意调节重物重量和下落高度，为不同的损伤模式提供了多种参数。其缺点是：无法测量外力给实验对象造成的机械损伤牵张力的大小，因而不能提供有效的组织损伤生物力学参数。
1.3 液压模型[7]
在某充满液/气体的特制结构容器中，逐渐升高液/气压，从而使放置于容器中的神经组织培养物承受压力损伤，以模拟简单的颅脑压力伤模型，但该类模型早期要造成神经组织损伤常需较长时间和较高压力，无法模拟真实的临床颅脑瞬间损伤机制。故Sheppard等人对此进行改进，他们采用重物下落叩击容器上连接的一个活塞，使容器内压力产生骤然变化，形成约20ms的压力脉冲，因而较逼真地再现了临床损伤发生时的力学变化。然而，由于神经组织不可压缩性，在压力作用下，脑组织一般不发生明显变化，而是通过液/气压引起的压力梯度在实验组织中产生张力区再造成原发损伤。故该方法仍无法准确地复制体内机械压迫损伤模型。
, http://www.100md.com
1.4 加速模型[8]
人类脑损伤后引起死亡或损伤的一个重要机制是神经组织的加速或减速损伤。它们可通过惯性负荷使组织产生牵拉张力，从而造成挫伤，硬膜下血肿，弥漫性轴索损伤之类的损伤。Lucas等人为模仿该类损伤机制，设计了一种体外模型，实验中将神经组织培养物置于烧瓶内，然后施以200g的钟摆样冲击惯性负荷。通过剪力使神经细胞产生损伤，再深入进行损伤后各项理化指标的观察。其优点是：原理简单，易于使用，耗时短。缺点是：只局限于模拟冲击性机械损伤，对加速后剪力造成的细胞变形无法观察。Margnlies等对颅脑替代结构冠状面瞬间非中心旋转模型(脑重量中心离开旋转中心)进行了力学分析，以人或狒狒的颅腔内安置丝制栅网，其内充以透明的凝胶作替代脑，中线位固定多聚乙酰膜替代大脑镰。外力作用时，用高速摄像机拍下瞬间颅内栅网变形、移位情况，动态观察并间接推测脑内应力大小及分布的演变规律，研究表明，替代脑模型与人类或其它灵长类动物的弥漫性轴索损伤的病理象，在空间分布上恰相吻合。并从力学上证实冠状面旋转负荷下脑力剪力与组织损伤密切相关。
, 百拇医药
1.5 液压动力学模型[9]
Laplaca在早期研究的基础上，新建立了一种体外模型，用以研究通过液压动力拉伸、剪切神经培养细胞造成的惯性动力损伤。该模型主要由一个粘附有神经细胞的圆盘与另一个平行的盘形粘度计组成，作用于细胞上的惯性动力负荷由两盘之间的距离及盘的旋转速度来控制。实验中发现较高的旋转惯性负荷易在细胞中产生剪应力，从而造成神经细胞的继发损伤，优点是：细胞损伤状况可在附设的显微镜下直接观察并摄影记录，作用在单个细胞的剪应力也可用特殊的微测量设备进行测量。缺点是：细胞受损状态的观察受视频系统的限制，无法进行持续动态观测。
1.6 细胞拉伸模型[10]
当神经组织细胞培养在某底物上，通过拉伸底物使之变形，作用于神经细胞上的牵张力可通过测量底物上的张力间接获得。Ellis等人据此建立了全新的拉伸损伤模型。他们使用购买的Flex培养盘(有6孔，每孔底部均为2mm厚的硅胶)，通过附设的压力控制器使盘中每孔底部的硅胶膜发生受压后变形，造成粘附在其膜上生长的神经细胞拉伸变形，从而达到机械损伤的效果。其优点：(1)标准的试验培养皿Flex可商购，易于推广。(2)作用于细胞上的牵张力可测量，能获得较理想的机械损伤力学参数。Morrison[11]还报道了新建的底物拉伸牵张模型。主要改进点是增加了一个激光移位传感器来直接测量膜中心部位变形时的力学变化。另外，他们还用特制的改进后压力控制器阀门控制牵拉力的大小和时间，从而能更精确地掌握损伤条件。
, 百拇医药
2 神经细胞体外机械性损伤模型的对象
常用的实验用神经组织培养物主要有三类：①传代细胞株②原代细胞株③实验组织培养片/块。
2.1 传代细胞株[7,12,13]
常用的有：成神经细胞瘤或成神经细胞瘤与胶质瘤杂交细胞株。另外也常使用其它一些细胞株如NT2，该细胞株用retinoic酸处理后可中止分化，形成纯度>95%的分裂期后的细胞株，它的生理特性在许多方面类似于神经元。传代细胞株可提供其它类型所不具有的优点。它们有一定商业来源，可冰冻，传代而提供持续的细胞供应。细胞株一般都比其它原始培养物易于培养。它们的生理特性在许多方面类似于神经元。在体外损伤模型中使用传代细胞株有一个显著的缺憾：尽管它们有些衍生于正常神经元细胞，但其基因或蛋白表达方式明显不同于中止分化的功能性神经元，常不受控制地分裂。因此，当分析该类细胞对机械损伤的反应时要综合考虑其生理特性。
, 百拇医药
2.2 原代细胞株
即在体外对神经组织中的单个或多种细胞成份进行培养，因此，可以对不同细胞类型间在损伤后的相互作用进行研究。这些细胞无需中止分化处理，并能保留类似于体内模型中实验细胞的分子生物学特征。尽管神经元比星形细胞对机械损伤更敏感，但星形细胞易作为与神经元同种的细胞群进行稳定的培养，因而至今仍未单独进行神经元损伤研究[12]。原代细胞株的特点：①取材比较复杂，它常需培养胚胎细胞而获得最好的效果。②实验结果的解释可能仅限于不成熟的或发育中的神经组织。③在取材步骤中，细胞通过机械或酶的手段分离，易造成与体内模型中同样的细胞结构和复杂细胞连接的破坏。④某一细胞株的生物特性可因与其它类型细胞一起培养而发生改变[14]。
2.3 实验组织培养块/片
实验组织培养块/片是进行组织切片或组织块培养而没有单个细胞间的分离。因而可形成三维空间上复杂的细胞间联系。脑和脊髓实验组织培养块/片可用多种方法设计[6]，可将其组织切成包含星形细胞和成熟神经元(包含有髓轴突)的小片、小块后置入培养基中培养。这些切片可取材于幼年或成熟动物。而长时期的组织切片培养仅能由新生动物取材。由于切片可在体外培养中成熟，因此，长期培养易使切片标本从创伤实验中恢复，容易混淆对创伤效果的解释[15]。实验组织培养块/片缺点：①培养物必须是很薄(350～475μm)的切片或极小的组织块以避免中心部位组织的缺氧和坏死，因而很难制作。②切片的厚度妨碍观察。优点：异种细胞系的培养物中，可以对不同类型细胞间的相互作用进行研究。可维持在这些类型细胞中间的复杂的电生理道路和三维空间定位，它能比其它培养系统模拟出更近似于体内模型的状态。
, 百拇医药
3 神经细胞体外机械性损伤模型的用途
体外模型的重要用途是能快速、节省地对潜在的治疗效果进行观察。有利于合理评估治疗药物对细胞活力的影响和神经保护的作用机制。在体外切割和加速损伤模型中，曾观察到NMDA受体和电敏感Ca2+通路抑制剂均有神经元保护作用。且发现两者联合应用后可比任何一种成份单独使用增加损伤后存活神经元的数量[15]。有趣的是，通过激光切割模型却发现，NMDA拮抗剂D-APV没有神经保护作用[16]，因为行激光显微切割时只损伤少量神经元，而其它模型则在操作中损伤较大数量的细胞。
在体外模型中还进行了低温治疗作用的研究[16]。在切割损伤后，神经元培养物分别冷冻在2°、17°、27℃达2～6h后复温37℃，结果发现在17℃培养2h后可增加损伤神经元的存活率。如果在17℃培养6小时之久则会丧失神经元保护作用。而且冷却至17℃以下时可引起与DMDA受体相关的致死冷刺激。Lucas等人提出：低温对神经元保护作用可能由细胞对能量需求减少介导，因为巴比妥酸盐诱导的神经元电静息试验中也发现了类似的神经元保护作用。
, 百拇医药
基因转染治疗脑损伤机制也可在体外切割损伤模式中得以研究[7]。
结 语
体外模型可以复制出脑机械损伤后的病理反应，是颅脑创伤在体模型的有益补充。它有一些独特的优点，如可精确控制细胞外环境、能消除缺血、缺氧等因素对实验结果造成的不良影响、低费用以及为创伤的生物工程研究提供有利条件等。有这些模型的帮助，就可在组织水平上建立新的机械损伤条件耐受标准并用于复合的多因素创伤实验模式研究。还可以精确到模拟分子转导机制。提供诸如离子紊乱和基因表达等损伤反应的宏观研究。尽管它仍无法取代在体模型，但只要合适应用，体外模型也可提供动物模型所欠缺的内容，为颅脑创伤发病机理及治疗研究提供有效的手段。
参考文献
1 Buchan A,et al.J Neurosci,1990;10:311
, 百拇医药
2 Hovda DA,et al.J Neurotrauma,1992;9:S47
3 Tecoma ES,et al.Neuron,1989;2:1541
4 Muhkin AG,et al.J Neurotrauma,1997;14:651
5 Gross GW,et al.J Neurosci,1993;3:1979
6 Balentine JD,et al.Lab Invest,1988;58:93
7 Murphy EJ,et al.J Neurotrauma,1993;10:431
8 Margulies SC,et al.J Biomech,1990;23:823
, 百拇医药
9 Laplaca MC,et al.Ann Biomed Eng,1997;25:665
10 Ellis EF,et al.J Neurotrauma,1995;12:325
11 Morrosin Ⅲ B,et al.Ann Biomed Eng,1998;26:381
12 Kirkpatrick JB,et al.J Neuropathol Exp Neurol,1985;44:268
13 Cargill RS,et al.J Neurotrauma,1996;13:396
14 Charle AC,et al.Dev Neurosci,1994;16:196
15 Wallis RA,et al.Eur J Pharmacol,1995;294:475
16 Lucas JHJ,et al.J Neurotrauma,1994;11:35
17 Rosenberg LJ,et al.Brain Res,1996;734:349
18 Lefrancois T,et al.J Neurosci,1997;17:4121, 百拇医药