一氧化氮在肝损伤中的作用
作者：邢卉春 王守义
单位：030001 太原，山西医科大学第一医院
关键词：
中华传染病杂志980140 一氧化氮(nitricoxide,NO)既是体内的一种必不可少的信息分子，又具有细胞毒作用。当致病因子侵袭肝脏时，内毒素可致肝脏或血管内皮产生大量的NO，参与其病理生理过程。
一、NO在肝脏的诱导合成
内毒素血症休克患者体内有大量NO产生，用Northern blot显示该病症的大鼠肝细胞(HC)内有诱导型NO合酶(inducible nitric oxide synthase,iNOS)的mRNA表达增高，同时血浆中亚硝酸盐(NO-2)和硝酸盐(NO-3)(NO代谢的稳定终产物)增高[1]。在细菌内毒素脂多糖(LPS)预激的鼠肝离体灌流液中NO-2/NO-3产生明显增加，用L-单甲基精氨酸(NG-monomethyl-L-arginine,L-NMMA,一种NO合酶抑制剂)可抑制大部分的NO-2/NO-3产生，这表明肝脏有LPS激发的L-精氨酸-NO代谢[2]。体外实验在枯否细胞(KC)培养液中加入LPS，可产生大量的NO。肝细胞与枯否细胞共同培养或在有枯否细胞培养的上清液或有多种细胞因子时，可受LPS刺激产生大量的NO。Ito细胞亦可受LPS及γ-干扰素(IFN-γ)、肿瘤坏死因子(TNF-α)等作用而表达iNOS，并合成大量的NO[3]。
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NO亦可在血管中诱导合成。有人发现肝硬化鼠的血管中有iNOS的激活。亦有证据表明内毒素、搏动性血流、变应力可使内皮细胞中结构型一氧化氮合酶过量表达，NO合成增加。平滑细胞亦可受上述因素诱导合成大量的NO。
LPS致iNOS表达的机制尚不清楚。据认为核因子KB在其中起关键作用，应用Pentamethyle-hydroxychromance(一种NFKB的抑制剂)能抑制该基因的表达[4]。
二、细胞因子对NO生成的影响
LPS引发体内NO合成增加，LPS亦可致巨噬细胞，KC等产生多种细胞因子，而这些细胞因子又反过来参与NO合成的调节。
TNF-α被认为是NO合成的一个重要调节者。参与肝细胞、平滑肌细胞及内皮细胞中NO的诱导合成。内毒素致小鼠肝损伤时，血浆NO-2/NO-3的增高伴随着TNF-α的增高。若预先用兔抗鼠-TNF-α多抗，可使血中TNF-α水平明显降低，同时NO-2/NO-3浓度亦降低[5]。其他细胞因子亦参与NO合成的调节。从LPS预激的大鼠分离出肝细胞体外培养，若加入TNF-α或IL-1β能使肝细胞中iNOS mDNA表达[1]。IFN-γ可使来自内毒素血症鼠Ito细胞合成NO增加[3]。尽管IL-6单独未能使肝细胞表达iNOS mRNA，却能使IL-1β的此种效应明显增加[1]。TNF-α与IL-1β、TNF-α与IFN-γ均表现出明显的协同作用。另有一些细胞因子对NO的合成产生负向调节作用。如转化生长因子-β通过抑制iNOS转录，降低iNOS mRNA稳定性，促进iNOS蛋白的分解而抑制NO的生物合成。此外IL-4、IL-8、IL-10及PGE2均有下调NO合成的作用。
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细胞因子亦可通过调节其它细胞因子的合成来影响NO的合成，形成一个复杂的网络系统。
三、NO在肝脏疾病中的作用
Ma等在肝缺血再灌流时，发现肝脏自由基产生增多。大鼠若先以LPS处理，增加的NO虽能完全清除由于再灌所产生的自由基，但AST却升高，用L-NMMA可阻止LPS所致的这种效应，提示NO可能与过氧化物反应，一起参与肝脏的损伤过程[2]。NO在肝脏的毒性效应主要表现在：
1. NO抑制线粒体呼吸链。据认为巨噬细胞产生的NO对微生物及肿瘤细胞杀伤效应的机制之一是抑制线粒体呼吸链，阻碍了能量的产生。将HC培养液中加入外源性NO，5分钟后即出现浓度依赖的线粒体乌头酸酶及线粒体电子传递链的复合物Ⅰ(辅酶Ⅰ脱氢酶)及复合物Ⅱ(琥珀酸脱氢酶)活性的抑制，撤离NO后6小时内，线粒体乌头酸酶活性完全恢复。复合物Ⅰ活性亦部分恢复。L-NMMA能部分地逆转NO对肝细胞线粒体呼吸的抑制。但NO对胞液中乌头酸酶及线粒体电子传递链的复合物Ⅲ、复合物Ⅳ几乎无影响。表明NO对线粒体呼吸的抑制是有选择性的，而最敏感的是线粒体乌头酸酶。这可能是由于酶结构不同或存在部位不同。乌头酸酶在胞液中呈溶解状态，而在线粒体则与内膜结合，使与亲脂性的NO更易结合[6]。
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2. NO抑制肝细胞蛋白合成。体外培养的肝细胞受LPS或某些细胞因子作用，可使培养液中NO-2/NO-3增高，同时伴有总蛋白合成的降低；暴露于外源性NO亦可产生浓度依赖的蛋白合成抑制。这种抑制作用可被L-NMMA阻止，若再加入L-精氨酸则又重现，表明NO对蛋白合成有抑制作用[7]。但Frederick等在整体实验中发现大鼠内毒素血症时，伴随着NO产生的增加是HC合成蛋白的增加。该作者认为是由于NO促进肝血流的作用抵消了NO对肝细胞蛋白合成的直接抑制作用。亦与体内NO浓度较体外细胞培养液中NO浓度低有关。NO对蛋白合成的抑制可能是慢性肝病时血浆蛋白及凝血因子下降的一种原因。
3. NO对其它代谢的抑制。NO对肝细胞葡萄糖合成有影响。Horton等用LPS处理大鼠后3小时，肝细胞内iNOS增加，与随后分离出的肝细胞葡萄糖合成的抑制相关。Stadler等将HC与IFN-γ、IL-1β、TNF-α及LPS共同培养，可诱导NO合成，同时葡萄糖产量降低48.8%，用L-NMMA能完全逆转此效应。外源性NO也能引起浓度依赖的肝细胞葡萄糖合成的抑制[8]。这可能是肝病或脓毒血症时血糖降低的基础。但亦有资料示NO可暂时性刺激肝葡萄糖的产生。
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NO可通过抑制DNA合成的酶类抑制其合成[3]，亦可通过与DNA结合使之亚硝酰化，致DNA断裂或突变，影响其代谢，此外NO对脂代谢亦有影响。
NO的肝脏毒性效应的机制并未完全明了，NO含有一个未成对电子，与其它含有亚铁离子、巯基等物质的未成对电子作用，使其功能受损可能是其作用的基础。此外NO亦可与O-2反应生成超氧化亚硝酸阴离子(ONOO-)及其它自由基引起脂质过氧化，功能酶、结构蛋白等破坏。
细胞持续暴露于高水平的NO下显示损伤效应，但亦有证据表明NO对肝脏具有保护作用。Billiar等用LPS致小鼠肝损伤，NO合成均增高。NO合酶抑制剂虽能显著地降低NO的产生，但肝损伤却明显加重。内毒素血症患者用L-NMMA后血胆红素及ALT明显升高。表明NO在肿脏并非介导肝损伤，而是起保护作用，是宿主对炎症反应的必要应答[5]。NO对肝脏保护作用的机制尚不清楚，有人认为LPS致肝损伤可能是反应性氧介质介导的，NO能作为一种抗氧化剂而与超氧阴离子或其它自由基反应产生低毒性物质，而Nishida等通过活体内显微镜观察小鼠内毒素血症下肝脏微循环的变化，发现合用NO合酶抑制剂后，肝窦内白细胞粘附比对照组高5～6倍，同时见窦直径缩小，肝窦血流量减少，窦内皮肿胀，血小板聚集。若同时给予L-精氨酸能消除肝脏的这种微循环紊乱，表明NO在内毒素血症中能调节肝微循环。阻止肝因缺血或白细胞粘附所致的氧化损伤[10]。可是Stadler认为某些炎症状态下，肝功能障碍是由于肝细胞代谢的抑制，并非肝脏的灌流问题。
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NO还参与肝硬化时高动力循环的形成。Lopez-Talavera等用反应停抑制实验性门脉高压鼠的NO产生(通过抑制TNF-α)，可提高平均动脉压及体循环血管阻力，显著降低门脉压[11]。这可能是血管内皮产生的NO作用于血管平滑肌细胞中的鸟苷酸环化酶，使cGMP合成增加，肌浆网中钙离子释放到细胞浆中，使平滑肌细胞舒张，血管扩张。而周围血管扩张是肝硬化门脉高压钠水潴留、腹水形成及肝肾综合征产生的始动因素。
四、对NO双重作用的认识
综上所述，NO在肝脏疾病中表现为互相矛盾的两种效应。支持NO细胞毒作用的多为体外细胞培养，影响因素较单一，且NO浓度多较体内实验为高；NO保护作用多在整体水平或器官水平的实验显示，可能有相继或伴随的其它细胞因子参与的作用，影响因素较复杂。当然细胞在体内外所处的环境亦不尽相同。Ma等认为NO的生理功能是作为血管扩张剂抗缺血而起保护作用；就其化学性质则是自由基，可以形成毒性物质。这种双重作用可能有赖于所在组织及其生理环境。当组织氧水平低时，增加的NO可能主要起扩血管作用、抑制白细胞粘附及聚集，以增加组织灌流而减轻损伤；当组织氧水平高时，NO可能与过氧化物反应，消除了NO的扩血管作用，同时生成对细胞有直接毒性的物质(ONOO-)。就其扩血管作用，由于处于不同的病程或作用于不同的部位亦表现为不同的效应。在肝性肝损伤时，NO可通过改善肝血流而起保护作用，但在肝硬化时NO则参与其高动力循环的病理过程。Billiar等认为ONOO-在没有血浆蛋白及谷胱甘肽时，可致血小板聚集与损伤，而在生理环境下，则防止血小板聚集。据认为NO与O-2之比是引起脂质过氧化或是抑制其毒性反应的决定因素。
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参考文献
1 Geller DA,Freeswick PC,Nguyen D.et al.Differential inductien of nictric oxide synthase in hepatocyte during endotoxemia and the acute-phase response.Arch surg,1994,129:165-171.
2 Ma TT,Ischiropoulos H,Brass CA,Endotoxin-stimulated nitric oxide production increase injury and reduces rat liver chemiluminescence during reperfusion.Castroenterology,1995,103:463-469.
3 Helyar L,Bundschunh DS,Laskin JD,et al.Induction of hepatic Ito cell nitri oxide production after acute endotoxemia.Hepatology,1994,20:1509-1515.
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4 Hattori S,Hattori Y,Banba N,et al.Penlamethyle-hydroxychromance,vitamin E derivative,inhibits induction of nitric oxide synthase by bactrerial lipapolysaccharide.Biochem Mol Biol Int,1995,35:177-183.
5 Harbrecht BG,Silvio MD,Demetris AJ,et al.Tumor necrosis facter-α regulates in vivo nitric oxide synthesis and induces liver injury during endotoxemia.Hepatology,1994,20:1055-1060.
6 Stadler J,Billiar TR,Curran RD,et al.Effector of exogenous and endogenous nitric oxide on mitochondrial respiration of rat hepatocytes.Am J Physiol,1991,260:C910-916.
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7 Nussler AK,Silvio M,Liu ZZ,et al.Futher characterization and comparision of iNOS in mouse,rat and human hepacytes.Hepatology,1995,21:1552-1560.
8 Stadler J,Barton D,Bell-Moeller H,et al.Hepatocyte nitric oxide biosynthesis inhibits glucose output and competes with urea synthesis for L-arginine.Am J Physiol,1995,268:G183-188.
9 Billiar TR,Curran RD,Harbrecht BG,et al.Modulation of nitrogon oxide synthesis invivo:NG-monomethyl-L-arginine inhibits endotoxin-induced nitrite/niteate biosyothesis while promoting hepatic damage.J Leukoc Biol,1990,48:565-569.
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10 Nishida J,Mccuskey RS,Medonnell D,et al.Protective role of No in hepatic microcirculatory dysfunction during endotoxe-mia.Am J Physiol,1994,267:G1135-1141.
11 Lopez-Talaver JC.Candelina G,Olchowski J,et al.Thalidomide inhibits tumor necrosis factor α,decreases nitric oxide synthesis,and ameliorats the hyperdynamic circulatory syndrome in portal hypertensine rats.Hepatology,1996,23:1616-1621., http://www.100md.com
单位：030001 太原，山西医科大学第一医院
关键词：
中华传染病杂志980140 一氧化氮(nitricoxide,NO)既是体内的一种必不可少的信息分子，又具有细胞毒作用。当致病因子侵袭肝脏时，内毒素可致肝脏或血管内皮产生大量的NO，参与其病理生理过程。
一、NO在肝脏的诱导合成
内毒素血症休克患者体内有大量NO产生，用Northern blot显示该病症的大鼠肝细胞(HC)内有诱导型NO合酶(inducible nitric oxide synthase,iNOS)的mRNA表达增高，同时血浆中亚硝酸盐(NO-2)和硝酸盐(NO-3)(NO代谢的稳定终产物)增高[1]。在细菌内毒素脂多糖(LPS)预激的鼠肝离体灌流液中NO-2/NO-3产生明显增加，用L-单甲基精氨酸(NG-monomethyl-L-arginine,L-NMMA,一种NO合酶抑制剂)可抑制大部分的NO-2/NO-3产生，这表明肝脏有LPS激发的L-精氨酸-NO代谢[2]。体外实验在枯否细胞(KC)培养液中加入LPS，可产生大量的NO。肝细胞与枯否细胞共同培养或在有枯否细胞培养的上清液或有多种细胞因子时，可受LPS刺激产生大量的NO。Ito细胞亦可受LPS及γ-干扰素(IFN-γ)、肿瘤坏死因子(TNF-α)等作用而表达iNOS，并合成大量的NO[3]。
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NO亦可在血管中诱导合成。有人发现肝硬化鼠的血管中有iNOS的激活。亦有证据表明内毒素、搏动性血流、变应力可使内皮细胞中结构型一氧化氮合酶过量表达，NO合成增加。平滑细胞亦可受上述因素诱导合成大量的NO。
LPS致iNOS表达的机制尚不清楚。据认为核因子KB在其中起关键作用，应用Pentamethyle-hydroxychromance(一种NFKB的抑制剂)能抑制该基因的表达[4]。
二、细胞因子对NO生成的影响
LPS引发体内NO合成增加，LPS亦可致巨噬细胞，KC等产生多种细胞因子，而这些细胞因子又反过来参与NO合成的调节。
TNF-α被认为是NO合成的一个重要调节者。参与肝细胞、平滑肌细胞及内皮细胞中NO的诱导合成。内毒素致小鼠肝损伤时，血浆NO-2/NO-3的增高伴随着TNF-α的增高。若预先用兔抗鼠-TNF-α多抗，可使血中TNF-α水平明显降低，同时NO-2/NO-3浓度亦降低[5]。其他细胞因子亦参与NO合成的调节。从LPS预激的大鼠分离出肝细胞体外培养，若加入TNF-α或IL-1β能使肝细胞中iNOS mDNA表达[1]。IFN-γ可使来自内毒素血症鼠Ito细胞合成NO增加[3]。尽管IL-6单独未能使肝细胞表达iNOS mRNA，却能使IL-1β的此种效应明显增加[1]。TNF-α与IL-1β、TNF-α与IFN-γ均表现出明显的协同作用。另有一些细胞因子对NO的合成产生负向调节作用。如转化生长因子-β通过抑制iNOS转录，降低iNOS mRNA稳定性，促进iNOS蛋白的分解而抑制NO的生物合成。此外IL-4、IL-8、IL-10及PGE2均有下调NO合成的作用。
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细胞因子亦可通过调节其它细胞因子的合成来影响NO的合成，形成一个复杂的网络系统。
三、NO在肝脏疾病中的作用
Ma等在肝缺血再灌流时，发现肝脏自由基产生增多。大鼠若先以LPS处理，增加的NO虽能完全清除由于再灌所产生的自由基，但AST却升高，用L-NMMA可阻止LPS所致的这种效应，提示NO可能与过氧化物反应，一起参与肝脏的损伤过程[2]。NO在肝脏的毒性效应主要表现在：
1. NO抑制线粒体呼吸链。据认为巨噬细胞产生的NO对微生物及肿瘤细胞杀伤效应的机制之一是抑制线粒体呼吸链，阻碍了能量的产生。将HC培养液中加入外源性NO，5分钟后即出现浓度依赖的线粒体乌头酸酶及线粒体电子传递链的复合物Ⅰ(辅酶Ⅰ脱氢酶)及复合物Ⅱ(琥珀酸脱氢酶)活性的抑制，撤离NO后6小时内，线粒体乌头酸酶活性完全恢复。复合物Ⅰ活性亦部分恢复。L-NMMA能部分地逆转NO对肝细胞线粒体呼吸的抑制。但NO对胞液中乌头酸酶及线粒体电子传递链的复合物Ⅲ、复合物Ⅳ几乎无影响。表明NO对线粒体呼吸的抑制是有选择性的，而最敏感的是线粒体乌头酸酶。这可能是由于酶结构不同或存在部位不同。乌头酸酶在胞液中呈溶解状态，而在线粒体则与内膜结合，使与亲脂性的NO更易结合[6]。
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2. NO抑制肝细胞蛋白合成。体外培养的肝细胞受LPS或某些细胞因子作用，可使培养液中NO-2/NO-3增高，同时伴有总蛋白合成的降低；暴露于外源性NO亦可产生浓度依赖的蛋白合成抑制。这种抑制作用可被L-NMMA阻止，若再加入L-精氨酸则又重现，表明NO对蛋白合成有抑制作用[7]。但Frederick等在整体实验中发现大鼠内毒素血症时，伴随着NO产生的增加是HC合成蛋白的增加。该作者认为是由于NO促进肝血流的作用抵消了NO对肝细胞蛋白合成的直接抑制作用。亦与体内NO浓度较体外细胞培养液中NO浓度低有关。NO对蛋白合成的抑制可能是慢性肝病时血浆蛋白及凝血因子下降的一种原因。
3. NO对其它代谢的抑制。NO对肝细胞葡萄糖合成有影响。Horton等用LPS处理大鼠后3小时，肝细胞内iNOS增加，与随后分离出的肝细胞葡萄糖合成的抑制相关。Stadler等将HC与IFN-γ、IL-1β、TNF-α及LPS共同培养，可诱导NO合成，同时葡萄糖产量降低48.8%，用L-NMMA能完全逆转此效应。外源性NO也能引起浓度依赖的肝细胞葡萄糖合成的抑制[8]。这可能是肝病或脓毒血症时血糖降低的基础。但亦有资料示NO可暂时性刺激肝葡萄糖的产生。
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NO可通过抑制DNA合成的酶类抑制其合成[3]，亦可通过与DNA结合使之亚硝酰化，致DNA断裂或突变，影响其代谢，此外NO对脂代谢亦有影响。
NO的肝脏毒性效应的机制并未完全明了，NO含有一个未成对电子，与其它含有亚铁离子、巯基等物质的未成对电子作用，使其功能受损可能是其作用的基础。此外NO亦可与O-2反应生成超氧化亚硝酸阴离子(ONOO-)及其它自由基引起脂质过氧化，功能酶、结构蛋白等破坏。
细胞持续暴露于高水平的NO下显示损伤效应，但亦有证据表明NO对肝脏具有保护作用。Billiar等用LPS致小鼠肝损伤，NO合成均增高。NO合酶抑制剂虽能显著地降低NO的产生，但肝损伤却明显加重。内毒素血症患者用L-NMMA后血胆红素及ALT明显升高。表明NO在肿脏并非介导肝损伤，而是起保护作用，是宿主对炎症反应的必要应答[5]。NO对肝脏保护作用的机制尚不清楚，有人认为LPS致肝损伤可能是反应性氧介质介导的，NO能作为一种抗氧化剂而与超氧阴离子或其它自由基反应产生低毒性物质，而Nishida等通过活体内显微镜观察小鼠内毒素血症下肝脏微循环的变化，发现合用NO合酶抑制剂后，肝窦内白细胞粘附比对照组高5～6倍，同时见窦直径缩小，肝窦血流量减少，窦内皮肿胀，血小板聚集。若同时给予L-精氨酸能消除肝脏的这种微循环紊乱，表明NO在内毒素血症中能调节肝微循环。阻止肝因缺血或白细胞粘附所致的氧化损伤[10]。可是Stadler认为某些炎症状态下，肝功能障碍是由于肝细胞代谢的抑制，并非肝脏的灌流问题。
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NO还参与肝硬化时高动力循环的形成。Lopez-Talavera等用反应停抑制实验性门脉高压鼠的NO产生(通过抑制TNF-α)，可提高平均动脉压及体循环血管阻力，显著降低门脉压[11]。这可能是血管内皮产生的NO作用于血管平滑肌细胞中的鸟苷酸环化酶，使cGMP合成增加，肌浆网中钙离子释放到细胞浆中，使平滑肌细胞舒张，血管扩张。而周围血管扩张是肝硬化门脉高压钠水潴留、腹水形成及肝肾综合征产生的始动因素。
四、对NO双重作用的认识
综上所述，NO在肝脏疾病中表现为互相矛盾的两种效应。支持NO细胞毒作用的多为体外细胞培养，影响因素较单一，且NO浓度多较体内实验为高；NO保护作用多在整体水平或器官水平的实验显示，可能有相继或伴随的其它细胞因子参与的作用，影响因素较复杂。当然细胞在体内外所处的环境亦不尽相同。Ma等认为NO的生理功能是作为血管扩张剂抗缺血而起保护作用；就其化学性质则是自由基，可以形成毒性物质。这种双重作用可能有赖于所在组织及其生理环境。当组织氧水平低时，增加的NO可能主要起扩血管作用、抑制白细胞粘附及聚集，以增加组织灌流而减轻损伤；当组织氧水平高时，NO可能与过氧化物反应，消除了NO的扩血管作用，同时生成对细胞有直接毒性的物质(ONOO-)。就其扩血管作用，由于处于不同的病程或作用于不同的部位亦表现为不同的效应。在肝性肝损伤时，NO可通过改善肝血流而起保护作用，但在肝硬化时NO则参与其高动力循环的病理过程。Billiar等认为ONOO-在没有血浆蛋白及谷胱甘肽时，可致血小板聚集与损伤，而在生理环境下，则防止血小板聚集。据认为NO与O-2之比是引起脂质过氧化或是抑制其毒性反应的决定因素。
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