单核细胞趋化蛋白-1与动脉粥样硬化
作者：李爱民
单位：第三军医大学新桥医院心内科(400037)
关键词：
单核细胞趋化蛋白 李爱民 综述 何作云 审校
动脉粥样硬化(AS)是冠状动脉粥样硬化性心脏病的主要病理改变，其病理学特征为巨噬细胞(MΦ)浸润、血管平滑肌细胞(VSMC)增生、胶原合成增多及细胞内脂质沉积。根据损伤反应学说，在某些物理、化学和生物因子的作用下，血源性单核细胞(MC)与内皮粘附，穿透内皮迁移至内皮下间隙，随后血管中膜平滑肌细胞增生并向内膜下移行，这被认为是AS发生的早期事件。单核细胞趋化蛋白-1(MCP-1)是一种由多种细胞合成与分泌的趋化因子，最初是从神经胶质瘤细胞株的培养介质中分离与纯化出来，随后在血管内皮细胞(VEC)、VSMC、成纤维细胞、上皮细胞、角质细胞、MC/MΦ与淋巴细胞中也发现有MCP-1表达。MCP-1在MC的迁移过程中起着不可缺少的作用[1]。被激活的VEC合成与分泌的MCP-1有助于MC与VEC之间的粘附、跨内皮迁移及诱导MC转化为MΦ。MΦ本身也可合成与分泌MCP-1，进一步增加基质内MCP-1的浓度，加速外周血MC向内皮下迁移。同时基质内的MCP-1还可刺激VSMC的增生和向内膜下移行。这种血管壁细胞间的相互作用与相互影响可加速AS早期病变的形成，促进血管重构的发生。国内外近年来对MCP-1与血管壁细胞间的关系进行了一些研究，本文就综述有关的研究现状与进展。
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1 MCP-1的分子结构
MCP-1是一种C-C型趋化因子，其前端有两个保守的半胱氨酸相邻，特点是含有3个外显子和2个内含子。通过对人类MCP-1cDNA文库的扫描，发现全长的MCP-1cDNA由一段53个核苷酸的5’端非编码区，一段长389个核苷酸的3’端非翻译区及中间的一段编码99个氨基酸残基蛋白质的开读框所构成。开读框的后76个氨基酸残基与纯化的MCP-1相同。头23个氨基酸残基是典型的疏水性信号肽。5’端有一与NH2端对应的甲硫氨酸三叠内折结构上游区，近3’端有一腺嘌玲多核苷酸信号区[poly(A)]。核苷酸序列的第110～118位为糖基化位点。成熟的MCP-1是一段长76个氨基酸残基的蛋白质[2]。MCP-1由MCP-1α与MCP-1β两种亚型所组成，其Mr分别为9KD与13KD。9KD的MCP-1仅存在于细胞内，是MCP-1成熟之前的中间产物；13KD的MCP-1存在于细胞培养介质中，由细胞分泌而来，在其糖化位点附有一个D-半乳糖-β1-3D-N-乙酰基半乳糖胺双糖分子。虽然两种亚型的分子大小与化学修饰不同，但它们的免疫学特性与对MC的趋化活性却相似。人类MCP-1与鼠类为同系物，两者存在68%的同源性。MCP-1对MC的最大和半量趋化活性浓度分别为5.0nmol/L和0.1nmol/L。
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2 MCP-1与血管壁细胞
离体研究表明动物及人类VEC均可合成与分泌MCP-1，而这些内源性MCP-1可促进VEC迁移。Wung等利用模拟体内脉冲压的周期性牵张应力模型观察到受牵张刺激1小时后VEC内MCP-1mRNA-1及培养介质内MCP-1蛋白表达均增加1倍，同时培养介质中MCP-1蛋白浓度也增加1倍；受牵张刺激VEC培养介质对MC的趋化活性增高1倍余；牵张刺激12小时后的VEC与MC的粘附性增加80%；抗MCP-1单克隆抗体可抑制培养介质对MC的趋化活性及VEC与MC的粘附[3]，提示MCP-1介导了MC的迁移与粘附效应。外源性MCP-1也可促进培养VEC单层与MC的粘附[4]。MCP-1促进VEC与MC粘附可能与其上调内皮细胞间粘附分子-1表达有关。ILs、IFN-γ、TNF-α、LPS、PDGF、血管紧张素Ⅱ(AⅡ)、凝血酶、氟波酯、脂蛋白等均可诱导VEC与VSMC表达MCP-1，使MC跨内皮迁移，而一氧化氮、蛋白酶抑制剂和芦丁则发挥抑制效应。VEC单或与VSMC共培养时，加入轻度氧化修饰的LDL可增加MC的迁移数量或促进MC跨内皮单层而进入共培养VEC与VSMC间的内皮下间隙[5]。这可能是高脂蛋白血症时AS发生的机理之一。VSMC增生与迁移也是AS发生较为早期的事件。VSMC不仅可合成与分泌MCP-1，而且还具有MCP-1受体CCR2，因而尚可作为MCP-1的效应细胞。从人类AS病变中分离出来的VSMC表达MCP-1的能力明显高于正常，对INF-α和INF-γ的反应性明显增强[6]。体外实验证实MCP-1可促进VSMC增殖与迁移，而一氧化氮、AⅡ受体拮抗剂、利钠素、肾上腺髓质素可抑制AⅡ的致增生与迁移效应[7，8]。外源性MCP-1呈剂量依赖性地增加培养VSMC数目、3H-TdR掺入及增生性S期VSMC的百分比。MCP-1致VSMC增生可能由蛋白激酶C(PKC)介导[9]。关于MCP-1致VSMC迁移的机制，Randolph等认为主要与MCP-1的化学梯度有关[4]。介导血管壁内MCP-1表达的细胞内信号转导途径涉及多个方面，Ca2+、cAMP、cGMP、STATs、NF-κB、AP-1、IL-4受体、磷脂酶C、酷氨酸激酶、活性氧产物等均参与了MCP-1的表达过程，但最主要的是PKC通路[16]。在转录水平，NF-κB与AP-1的协同作用有助于MCP-1的表达[10]。
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3 MCP-1与AS
Yla-Herttula等利用Northern杂交、原位杂交和免疫组化技术检测了家兔及人类AS病变内MCP-1的表达，结果发现家兔AS病变动脉及从AS病变富含MΦ区域分离出的MΦ源性泡沫细胞MCP-1呈阳性表达，而正常动脉和从同一动物分离出的肺泡MΦ则为阴性。原位杂交显示人与家兔AS病变富含MΦ区域MCP-1mRNA信号呈阳性。免疫组化进一步证实MCP-1mRNA阳性区域对应有MCP-1蛋白表达。MCP-1阳性部位ox-LDL样物质呈阳性反应[11]，这与离体研究时ox-LDL诱导VEC与VSMC表达MCP-I相吻合，提示OX-LDL可通过诱导MCP-1表达而参与AS病变的形成。Nelken等发现人类AS性颈动脉内膜16%的细胞MCP-1染色呈阳性，而正常动脉阳性率低于0.1%[6]。其后在食饵性灵长类动物AS模型中也观察到AS性颈动脉病变内MCP-1mRNA表达明显增强，原位杂交与免疫组化分析显示MCP-1mRNA和MCP-1蛋白表达的部位在内膜下的VSMC与VSMC样细胞内[12]。Takeya等发现不同发展阶段人类AS病变中MCP-1蛋白表达的细胞群存在差异，VEC与MΦ是AS早期血管壁MCP-1的主要来源，而AS晚期血管壁MCP-1则主要来源于MΦ[13]。国内熊力军等发现食饵性家兔血管MCP-1mRNA和蛋白表达增加，见于VEC、VSMC与MΦ内[14]。近期进行的干预实验进一步证实了MCP-1在AS发生中的作用。中度摄入酒精可降低食饵性家兔髂动脉球囊损伤后血管组织内MCP-1的蛋白表达水平，减少病变中的泡沫细胞数目，减轻内膜增生程度[15]。生理浓度的17β-雌二醇可减少MCP-1的合成，抑制由MCP-1所诱导的MC趋化反应[16]。血管紧张素转换酶抑制剂干预可减少加速性(accelerated)AS血管病变中MCP-1mRNA及其蛋白的表达，降低NF-κB的活性，减少病变中MΦ的浸润程度[17]。糖皮质激素泼尼松能抑制NF-κB与AP-1活化，从而减少MCP-1生成[18]。肝素及其类似物可抑制VEC内STAT-1的活化与MCP-1的生成，拮抗MCP-1的致迁移效应[19]，这可能是肝素延缓血管成形术后血管再狭窄的分子机制之一。非甾体类抗炎药卞达明可抑制外周血MC释放MCP-1，TGF-β1则抑制MΦ表达MCP-1mRNA及其蛋白[20]。
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综上所述，血管壁细胞可合成与分泌MCP-1，而MCP-1通过介导外周血MC与内皮粘附和跨内皮迁移、血管壁细胞增生与移行参与AS的发生与发展过程。设计适当的MCP-1拮抗剂可能在防治AS中发挥重要作用。
参考文献
[1] Lu B.Rutlegge BJ.Gu L.et al.J Exp Med，1998，187:601
[2] Yoshimura T.Yohki N,Moore SK,et al.FEBS Lett，1989，244:487
[3] Wang DL,Wung BS,Shyy-YJ,et al.Circ Res 1995，77:294
[4] Randolph GJ and Furie MB.J Immuno，1995;155:3610
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[5] Cushing SD,Berliner JA,Valente AJ,et al.Proo Natl Acad Sci USA，1990，87:5134
[6] Nelken NA,Coughlin SR,Gordon D,et al.J Clin linvest 1991，88:1121
[7] Poon M,Hsu WC,Bogadanov VY,et al.Am J Pathol，1996，149:307
[8] Kohno M,Yoshimura K,Kohno H,et al.Hypertension,1997，29:1309
[9] Shyy-YJ,Li YS and Kolattukuda PE,et al.Biochem Biophys Res Commun，1993， 192:693
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[10] Martin T,Cardarelli PM,Parry GC,et al.Eur J Pharmacol，1997，27:1091
[11] Yla-Herttula S.Lipton BA,Rosenfeld ME,et al.Proc Natl Acad Sci USA 1991，88:5252
[12] Yu X,Dluz S,Graves DT,et al.Proc Natl Acad Sci USA，1992，89:6953
[13] Takeya M,Yoshimura T,Leonard EJ,et al.Human Pathol，1993，24:534
[14] 熊力军,邓仲端,王国平,等.中国动脉硬化杂志.1998，6：1
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[15] Merritt R,Guruge BL,Miller DD,et al.J Cardiovasc Pharmacol，1997，30:19
[16] Frazier Jessen MR and Kovacs EJ.J lmmunol，1995，154:1838
[17] Hernadez-Presa M,Bustos C,Ortego M,et al.Circulation，1997，95:1532
[18] Sakurai H,Shigemori N,Hisada Y,et al.Biochem Biophys Acta，1997，1362:252
[19] Douglas MS,Ali S,Rix DA,et al.Immunology，1997，92:512
[20] Kitamura M J Immunol，1997，159:1404, 百拇医药
单位：第三军医大学新桥医院心内科(400037)
关键词：
单核细胞趋化蛋白 李爱民 综述 何作云 审校
动脉粥样硬化(AS)是冠状动脉粥样硬化性心脏病的主要病理改变，其病理学特征为巨噬细胞(MΦ)浸润、血管平滑肌细胞(VSMC)增生、胶原合成增多及细胞内脂质沉积。根据损伤反应学说，在某些物理、化学和生物因子的作用下，血源性单核细胞(MC)与内皮粘附，穿透内皮迁移至内皮下间隙，随后血管中膜平滑肌细胞增生并向内膜下移行，这被认为是AS发生的早期事件。单核细胞趋化蛋白-1(MCP-1)是一种由多种细胞合成与分泌的趋化因子，最初是从神经胶质瘤细胞株的培养介质中分离与纯化出来，随后在血管内皮细胞(VEC)、VSMC、成纤维细胞、上皮细胞、角质细胞、MC/MΦ与淋巴细胞中也发现有MCP-1表达。MCP-1在MC的迁移过程中起着不可缺少的作用[1]。被激活的VEC合成与分泌的MCP-1有助于MC与VEC之间的粘附、跨内皮迁移及诱导MC转化为MΦ。MΦ本身也可合成与分泌MCP-1，进一步增加基质内MCP-1的浓度，加速外周血MC向内皮下迁移。同时基质内的MCP-1还可刺激VSMC的增生和向内膜下移行。这种血管壁细胞间的相互作用与相互影响可加速AS早期病变的形成，促进血管重构的发生。国内外近年来对MCP-1与血管壁细胞间的关系进行了一些研究，本文就综述有关的研究现状与进展。
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1 MCP-1的分子结构
MCP-1是一种C-C型趋化因子，其前端有两个保守的半胱氨酸相邻，特点是含有3个外显子和2个内含子。通过对人类MCP-1cDNA文库的扫描，发现全长的MCP-1cDNA由一段53个核苷酸的5’端非编码区，一段长389个核苷酸的3’端非翻译区及中间的一段编码99个氨基酸残基蛋白质的开读框所构成。开读框的后76个氨基酸残基与纯化的MCP-1相同。头23个氨基酸残基是典型的疏水性信号肽。5’端有一与NH2端对应的甲硫氨酸三叠内折结构上游区，近3’端有一腺嘌玲多核苷酸信号区[poly(A)]。核苷酸序列的第110～118位为糖基化位点。成熟的MCP-1是一段长76个氨基酸残基的蛋白质[2]。MCP-1由MCP-1α与MCP-1β两种亚型所组成，其Mr分别为9KD与13KD。9KD的MCP-1仅存在于细胞内，是MCP-1成熟之前的中间产物；13KD的MCP-1存在于细胞培养介质中，由细胞分泌而来，在其糖化位点附有一个D-半乳糖-β1-3D-N-乙酰基半乳糖胺双糖分子。虽然两种亚型的分子大小与化学修饰不同，但它们的免疫学特性与对MC的趋化活性却相似。人类MCP-1与鼠类为同系物，两者存在68%的同源性。MCP-1对MC的最大和半量趋化活性浓度分别为5.0nmol/L和0.1nmol/L。
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2 MCP-1与血管壁细胞
离体研究表明动物及人类VEC均可合成与分泌MCP-1，而这些内源性MCP-1可促进VEC迁移。Wung等利用模拟体内脉冲压的周期性牵张应力模型观察到受牵张刺激1小时后VEC内MCP-1mRNA-1及培养介质内MCP-1蛋白表达均增加1倍，同时培养介质中MCP-1蛋白浓度也增加1倍；受牵张刺激VEC培养介质对MC的趋化活性增高1倍余；牵张刺激12小时后的VEC与MC的粘附性增加80%；抗MCP-1单克隆抗体可抑制培养介质对MC的趋化活性及VEC与MC的粘附[3]，提示MCP-1介导了MC的迁移与粘附效应。外源性MCP-1也可促进培养VEC单层与MC的粘附[4]。MCP-1促进VEC与MC粘附可能与其上调内皮细胞间粘附分子-1表达有关。ILs、IFN-γ、TNF-α、LPS、PDGF、血管紧张素Ⅱ(AⅡ)、凝血酶、氟波酯、脂蛋白等均可诱导VEC与VSMC表达MCP-1，使MC跨内皮迁移，而一氧化氮、蛋白酶抑制剂和芦丁则发挥抑制效应。VEC单或与VSMC共培养时，加入轻度氧化修饰的LDL可增加MC的迁移数量或促进MC跨内皮单层而进入共培养VEC与VSMC间的内皮下间隙[5]。这可能是高脂蛋白血症时AS发生的机理之一。VSMC增生与迁移也是AS发生较为早期的事件。VSMC不仅可合成与分泌MCP-1，而且还具有MCP-1受体CCR2，因而尚可作为MCP-1的效应细胞。从人类AS病变中分离出来的VSMC表达MCP-1的能力明显高于正常，对INF-α和INF-γ的反应性明显增强[6]。体外实验证实MCP-1可促进VSMC增殖与迁移，而一氧化氮、AⅡ受体拮抗剂、利钠素、肾上腺髓质素可抑制AⅡ的致增生与迁移效应[7，8]。外源性MCP-1呈剂量依赖性地增加培养VSMC数目、3H-TdR掺入及增生性S期VSMC的百分比。MCP-1致VSMC增生可能由蛋白激酶C(PKC)介导[9]。关于MCP-1致VSMC迁移的机制，Randolph等认为主要与MCP-1的化学梯度有关[4]。介导血管壁内MCP-1表达的细胞内信号转导途径涉及多个方面，Ca2+、cAMP、cGMP、STATs、NF-κB、AP-1、IL-4受体、磷脂酶C、酷氨酸激酶、活性氧产物等均参与了MCP-1的表达过程，但最主要的是PKC通路[16]。在转录水平，NF-κB与AP-1的协同作用有助于MCP-1的表达[10]。
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3 MCP-1与AS
Yla-Herttula等利用Northern杂交、原位杂交和免疫组化技术检测了家兔及人类AS病变内MCP-1的表达，结果发现家兔AS病变动脉及从AS病变富含MΦ区域分离出的MΦ源性泡沫细胞MCP-1呈阳性表达，而正常动脉和从同一动物分离出的肺泡MΦ则为阴性。原位杂交显示人与家兔AS病变富含MΦ区域MCP-1mRNA信号呈阳性。免疫组化进一步证实MCP-1mRNA阳性区域对应有MCP-1蛋白表达。MCP-1阳性部位ox-LDL样物质呈阳性反应[11]，这与离体研究时ox-LDL诱导VEC与VSMC表达MCP-I相吻合，提示OX-LDL可通过诱导MCP-1表达而参与AS病变的形成。Nelken等发现人类AS性颈动脉内膜16%的细胞MCP-1染色呈阳性，而正常动脉阳性率低于0.1%[6]。其后在食饵性灵长类动物AS模型中也观察到AS性颈动脉病变内MCP-1mRNA表达明显增强，原位杂交与免疫组化分析显示MCP-1mRNA和MCP-1蛋白表达的部位在内膜下的VSMC与VSMC样细胞内[12]。Takeya等发现不同发展阶段人类AS病变中MCP-1蛋白表达的细胞群存在差异，VEC与MΦ是AS早期血管壁MCP-1的主要来源，而AS晚期血管壁MCP-1则主要来源于MΦ[13]。国内熊力军等发现食饵性家兔血管MCP-1mRNA和蛋白表达增加，见于VEC、VSMC与MΦ内[14]。近期进行的干预实验进一步证实了MCP-1在AS发生中的作用。中度摄入酒精可降低食饵性家兔髂动脉球囊损伤后血管组织内MCP-1的蛋白表达水平，减少病变中的泡沫细胞数目，减轻内膜增生程度[15]。生理浓度的17β-雌二醇可减少MCP-1的合成，抑制由MCP-1所诱导的MC趋化反应[16]。血管紧张素转换酶抑制剂干预可减少加速性(accelerated)AS血管病变中MCP-1mRNA及其蛋白的表达，降低NF-κB的活性，减少病变中MΦ的浸润程度[17]。糖皮质激素泼尼松能抑制NF-κB与AP-1活化，从而减少MCP-1生成[18]。肝素及其类似物可抑制VEC内STAT-1的活化与MCP-1的生成，拮抗MCP-1的致迁移效应[19]，这可能是肝素延缓血管成形术后血管再狭窄的分子机制之一。非甾体类抗炎药卞达明可抑制外周血MC释放MCP-1，TGF-β1则抑制MΦ表达MCP-1mRNA及其蛋白[20]。
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综上所述，血管壁细胞可合成与分泌MCP-1，而MCP-1通过介导外周血MC与内皮粘附和跨内皮迁移、血管壁细胞增生与移行参与AS的发生与发展过程。设计适当的MCP-1拮抗剂可能在防治AS中发挥重要作用。
参考文献
[1] Lu B.Rutlegge BJ.Gu L.et al.J Exp Med，1998，187:601
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[5] Cushing SD,Berliner JA,Valente AJ,et al.Proo Natl Acad Sci USA，1990，87:5134
[6] Nelken NA,Coughlin SR,Gordon D,et al.J Clin linvest 1991，88:1121
[7] Poon M,Hsu WC,Bogadanov VY,et al.Am J Pathol，1996，149:307
[8] Kohno M,Yoshimura K,Kohno H,et al.Hypertension,1997，29:1309
[9] Shyy-YJ,Li YS and Kolattukuda PE,et al.Biochem Biophys Res Commun，1993， 192:693
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[10] Martin T,Cardarelli PM,Parry GC,et al.Eur J Pharmacol，1997，27:1091
[11] Yla-Herttula S.Lipton BA,Rosenfeld ME,et al.Proc Natl Acad Sci USA 1991，88:5252
[12] Yu X,Dluz S,Graves DT,et al.Proc Natl Acad Sci USA，1992，89:6953
[13] Takeya M,Yoshimura T,Leonard EJ,et al.Human Pathol，1993，24:534
[14] 熊力军,邓仲端,王国平,等.中国动脉硬化杂志.1998，6：1
, http://www.100md.com
[15] Merritt R,Guruge BL,Miller DD,et al.J Cardiovasc Pharmacol，1997，30:19
[16] Frazier Jessen MR and Kovacs EJ.J lmmunol，1995，154:1838
[17] Hernadez-Presa M,Bustos C,Ortego M,et al.Circulation，1997，95:1532
[18] Sakurai H,Shigemori N,Hisada Y,et al.Biochem Biophys Acta，1997，1362:252
[19] Douglas MS,Ali S,Rix DA,et al.Immunology，1997，92:512
[20] Kitamura M J Immunol，1997，159:1404, 百拇医药