温度对细胞膜流动性影响的研究进展
作者：杨翠兰 罗深秋
单位：杨翠兰(第一军医大学细胞生物学与医学遗传学教研室，广东 广州 510515)；罗深秋(第一军医大学细胞生物学与医学遗传学教研室，广东 广州 510515)
关键词：温度；细胞膜；流动性
第一军医大学学报000347 中图分类号：R 文献标识码：A 文章编号：1000-2588(2000)03-0287-03
目前，物理及化学条件对细胞膜流动性的影响越来越受到人们的关注，特别是温热用于临床治疗肿瘤以来，温度对细胞膜流动性的影响变得愈加重要。本文就测量温度对膜流动性影响的方法技术和温度对正常细胞膜流动性及肿瘤细胞膜流动性的影响3方面简述如下：
1 测量温度对膜流动性影响的方法
, 百拇医药
膜流动性是膜的一种生物物理学特性，定量表达了膜脂分子的迁移率和旋转运动率。这些参数可以通过物理学方法测定，如电子自旋共振、磁共振分光术、荧光双折射以及近几年发展起来的激光扫描共聚焦显微镜技术(荧光漂白恢复术)。下面详细介绍后两种技术方法：
1.1 荧光双折射法[1]
稳定状态的荧光双折射性测定，由于它的简单性与灵敏性而被广泛地应用于研究生物学系统。最常用的探针是TMA- DPH。将TMA- DPH导入待测膜的磷脂双分子层中测定荧光的双折射性。这种荧光物质是一种DPH的阳离子类似物，阳离子的电荷保证了探针锚在水- 脂界面上，最可能的是和部分DPH插入膜的脂酰链上部之间[2]。用这种标记物对所有细胞进行标记的工作还比较少见，多数实验是在刮取的或胰蛋白酶消化的细胞悬液中进行的[3]。测得的荧光双折射值与膜流动性呈反向关系。
, 百拇医药 一般通过荧光极化测定荧光双折射性。细胞在用于极化测量前，置于Hank’s液(37°C，pH=7.4)的石英玻璃杯中，只容许一种几何形状的特殊玻片条支持物，它使细胞的表面与入射光呈30°定位。这个角度可以使个体极化成分对光的选择性反射的影响降到最低[4] 。用Shimadzu RF-540荧光分光光度计(L型)测定荧光双折射性，然后按下列公式计算荧光双折射值：
r=Ivv-Ivh)/(Ivv- Ivh)，G=Ihv / Ihh，rG=Ivv- Gvh)/(Ivv+2Gvh)
r表示测得得荧光双折射值、G表示光学系统的矫正因素、rG表示校正的荧光双折射值、Ivv(vh)表示垂直激发和垂直(水平)发射偏振器、Ihh(hv)表示水平激发和水平(垂直)发射偏振器。激发波长为360 nm、狭缝5 nm；发射波长为430 nm、狭缝20 nm。
, 百拇医药
1.2 激光扫描共聚焦显微镜技术[5]
普通光学显微镜观察生物样品时，物镜焦点以外的样品部分发出的光会降低图像的清晰度。激光扫描共聚焦显微镜能够对生物样品的任一点清晰成像，突破了普通光学显微镜不能对细胞或组织内部进行定位检测的局限性，实现了非侵入式光学断层扫描成像，图像的对比度和清晰度较普通光学显微镜明显改善[6]。
通过显微荧光图像分析细胞内物质含量、分布已在细胞生物学研究中得到广泛应用。由于普通荧光显微镜测量结果多为定性的，缺少定量测量功能和记录活细胞荧光动态变化的功能。共聚焦显微镜能够定量(或定性)测量多个活细胞中物质的含量、分布，利用共聚焦断层扫描成像功能还可以获得细胞内某一层面内的荧光图像，因而提高了测量结果的可靠性和精确性，拓宽了细胞荧光测量的应用范围。用激光扫描共聚焦显微镜测量膜流动性时可采用荧光漂白后恢复技术[5]，基本原理是利用高强度的激光束照射到活细胞膜表面的某一区域(直径大小为几个微米)，使该区域的荧光淬灭或漂白 [7、8]，然后再用较弱的激光束照射该区域，检测荧光强度的恢复情况(细胞膜上其它地方的荧光探针流动到漂白区域)，推算出荧光探针的物质的扩散系数D、荧光恢复率R，μ误差。再选择适当的荧光配体直接与荧光探针结合，再通过配体与膜表面受体结合来标记受体，然后利用荧光漂白恢复(FRAP)技术测量配体刺激前后膜磷脂受体扩散系数和荧光恢复率的变化。先在倒置相差显微镜下观察并选定所要测量的细胞，然后用ACAS 570[5]上的FRAP程序确定线扫描的起始点、终点和光漂白点。仪器参数如下：激发波长488 nm，荧光波长nm，Pinhole=800μm，线扫描步长0.3 μm，线扫描激光功率1 mW；用于荧光漂白的激光功率8 mW，漂白时间900 ms。在开始阶段(0～ 60 s)每隔4 s进行一次线扫描，此后(60～ 200 s)每隔5 s进行一次线扫描，总扫描为200 s。所有测量均在低温(8±4)°C空气中进行，动态测试完成后，对细胞作共聚焦断层扫描成像[9]。
, 百拇医药
2 温度对正常细胞的膜流动性的影响
Hermann[1]等通过对培养的健康人的成纤维细胞的研究发现分别在37、25、20和4°C的Hank’s液中测定荧光双折射值时，正如所料，孵育温度的变化能改变双折射值。当温度在4°C时，rG值最高，然后随着温度的上升rG值开始下降。但是在室温(20～ 25)°C时，双折射值有一个突发的回升, 而这正是某些膜脂的相变温度范围。培养的人体皮肤成纤维细胞和urothel-肌原纤维细胞置于不同的环境温度中时，培养细胞的生长温度确实能更改rG值，而且细胞也能部分地调整这种环境温度的变化。在体内可能存在的双折射性差异，对于同一温度下培养的细胞却丧失了这种区别。另外，Hermann等还发现，转化和非转化的鼠大脑细胞的双折射值相似，但比人类成纤维细胞的低，但在未对鼠成纤维细胞的rG值测定前，不能排除不同物种的同一类型的细胞膜流动性不同的可能。膜流动性适应持续较长时间的环境温度而产生的变化被称为细胞的等粘性适应。这种变化可以在冬眠动物 [10]和鱼类对周围水温的适应中发现[11]。另外，也可以在人类外露皮肤区的男性性腺上观察到这种变化。在原核生物和一些变温动物[12]中，这种适应与膜脂成分的变化有关。目前，人们对于人类培养细胞的温度适应了解较少。Zeljko[13]等也用健康人的成纤维细胞(培养的)作材料，研究了培养温度对完整细胞和纯粹脂膜的影响，用的方法是荧光双折射法。膜的线表层用TMA-DPH标记，疏水层用DPH标记[2]。结果表明，人类成纤维细胞可以通过更改脂膜深层无极化区域的流动性，调整自身适应低温(30°C)，而对于整个细胞则没有这种现象。在40°C时，除了脂肪酸的成分的一些变化之外，看不到细胞的其它膜脂成分的适应性变化。
, http://www.100md.com
人类成纤维细胞通常在37°C下培养，但是能继续在30～40°C之间(甚至更高的温度)生长，然而，当温度低于28°C时，细胞则会停止生长[13]。
活细胞能持续维持它的重要机能。已经证实，细胞能够通过改变脂质的组成来适应温度导致的膜流动性变化[14]。这种适应性的变化在整个细胞脂质的脂肪酸成分中也能观察到，在一定范围内，以损害饱和脂肪酸(C14)为代价。有关多聚不饱和脂肪酸数量增加的现象，以前在冷适应的金鱼中也发现过[12]。但有实验[13]表明，在培养细胞的前3 d内，任何温度下都不会出现因温度而导致的荧光双折射性的变化，即膜流动性变化。
3 温度对肿瘤细胞的膜流动性的影响
细胞膜流动性受质膜组分的影响，反过来膜流动性也影响质膜的功能[15，16]。Shinitzky[16]认为：流动性肿瘤细胞(如腹水肝癌细胞)的膜流动性则比其相应的正常细胞高；而实体癌细胞(如肝癌细胞)的膜流动性比其相应正常细胞低。而温度(高温或低温)常能通过引起膜组分的变化导致膜流动性的变化。另外，Hermann [1]发现延长鼠大脑细胞的孵育导致荧光双折射值的增加，而被部分抑制的转化细胞(ROC- 1细胞)的双折射值却进一步降低了。这与Shinitzky[16]发现的关于恶性肿瘤的高膜流动性一致。
, 百拇医药
温热治疗肿瘤达到一定温度后可使细胞质膜发生改变[17]，导致细胞代谢紊乱，严重时可引起细胞死亡[18]。杨虎川[19]等研究发现，肿瘤细胞经温热作用时，膜流动性较常温下有较大增加(P<0.01)，39°C与41 °C作用相似，加温时间对膜流动性影响较小(P>0.05)。43°C作用下膜流动性明显增加，并随加温时间延长而加强，以100 min时作用最显著，冷却后恢复亦慢。而正常人红细胞受温热作用后，膜流动性也有所增加，但较肿瘤细胞比例小，冷却后各温度组均明显恢复，48 h时各组均恢复正常。另外，杨虎川等还发现，温热合并吐温80(Tween 80)作用时，各组膜流动性均较单独作用时明显增加，肿瘤细胞膜流动性明显高于正常细胞，与有关报道一致[20]。这可能与肿瘤细胞膜的结构组成有关，如肿瘤细胞膜中胆固醇含量较正常细胞低及卵磷脂比率较高等因素可致膜流动性增高。还有报道认为肿瘤细胞质膜的结构在常温下较正常细胞更趋向于真液态，流动性较大，相变温度较正常细胞低，一般在43°C左右[21]。正如杨虎川等文献的实验结果所示，39、41°C对肿瘤细胞的作用相对较弱，冷却后也易恢复，当接近或超过43°C时，细胞膜流动性下降幅度显著增加。这与细胞膜发生相变有关。在相变温度以下，细胞可通过调节膜脂链的长度和饱和程度维持膜流动性等特性的相对稳定；当达到相变温度或以上时，细胞膜发生相变，使膜流动迅速增加，膜上附着的蛋白质、糖脂结构松散、移位甚至脱落，故也难以修复。
, 百拇医药
综上所述，正常细胞质膜结构为液晶态趋向晶态，相变温度较高，细胞膜流动性远低于肿瘤细胞，受温度影响较小，抵御温热的作用能力较强。肿瘤细胞膜则趋向真液态，易受温度影响，可以作为临床上治疗肿瘤的有力依据。
杨翠兰(1974-),女,湖南东安人,1999年毕业于第一军医大学,硕士,助教
参考文献
[1] Hermann T, Vytautas B, Albin H et al. Effects of culture and lncubation conditions on membrane fluidity in monolayers of cultured cells measured as fluorescence anisotropyusing trimethy lammoniumdiph-enylhexatriene (TMA-DPH)[J]. Biochem Biophys Acta, 1990,1028:67～72.
, 百拇医药
[2] Prender FG, Hauland RP, Callahan PJ. 1-[4-(Trimethyllamino) phenyl]-6-phenylhexa-1,3,5-triene:synthesis, fluorescence properties ,and use as a fluorescence probes of lipid[J]. Biochemistry, 1981,20:7333～8.
[3] Kuhry JG, Fonteneau P, Duportail G et al. TMA-DPH: a suitable fluorescence polarization probe for specific plasma membrane fluidity studies in intact living cells[J]. Cell Biophys, 1983, 5:129～37.
[4] Hermetter A, Rainer B, Ivessa E et al. Influence of plasmalogen deficiency on membrane fluidity of human skin fibroblasts:a fluore-scence anisotropy study[J]. Biochem Biophys Acta,1989, 978:151～7.
, http://www.100md.com
[5] 雷国华, 朴英杰, 吴建春等.受体介导的内吞引起的巨噬细胞溶酶体碱化[J].第一军医大学学报,1997,17(1):1～3.
[6] Davin MS. Confocal scanning optical microscopy and its applications for biological specimens[J]. J Cell Sci, 1989, 94(2): 175～206.
[7] Haugland RP. Handbook of fluorescence probes and research chemicals[M]. 5th edition(1992) and 6th edition(1996), 1996, 45～6.
[8] Yguerabide J, Schmidt JA, Yguerabide EE et al. Lateral mobility in membranes as detected by fluorescence recovery after photoble-aching[J]. Biophys J, 1982, 40:69～75.
, 百拇医药
[9] 雷国华, 朴英杰, 鲍永耀等.激光扫描共焦显微镜研究巨噬细胞在ConA刺激下的变化[J].第一军医大学学报,1996,16(3):172～5.
[10] Aloia RC, Raison JK. Membrane function in mammalian hiberna-tion[J]. Biochem Biophys Acta, 1989.988:123～46.
[11] Cossins A. adaptation of biological membranes to temperature-the Effect of temperature acctimation of goldfish upon the viscosity of synaptosomal membranes[J]. Biochem Biophys Acta, 1977, 470: 395～411.
, 百拇医药 [12] Svobodova J, Svoboda P. Membrane fluidity in bacillus subtilis, physical change and biological adaptation[J]. Folia Microbid, 1988, 33(3): 161～72.
[13] Zeljko S, Hermann T, Roger Z et al. Cultured human skin fibroblasts modify their plasma membrane lipid composition and fluidity according to growth temperature suggesting homeoviscous adaptation at hypothe-rmic (30℃) but not at hyperthermic(40℃) temperatures[J]. Biochem Biophys Acta, 1992.1104:31～7.
, 百拇医药
[14] Konings AW, Ruifrok AC. Role of membrane lipids and membrane fluidity in thermosensitivity and thermotolerance of mammalian cells[J]. Rad. Res, 1985.102:86～98.
[15] 杨福愉.生物膜的流动性[J].生物化学与生物物理进展,1981.5:1～6.
[16] Shinitzky M. Membrane fluidity in malignancy adversalive and recuperative[J]. Biochem Biophys Acta, 1983.738:251～63.
[17] 郑正炯，徐漱惠，鲍仕登等.温度(40-45℃)对MGc80-3人胃腺癌细胞表面电荷的影响[J].生物化学与生物物理进展,1986.6:27～9.
, 百拇医药
[18] 小野山靖人, 津村 昌.温热疗法の生物学的基[M].医学のあゅみ,1985.135:860～4.
[19] 杨虎川, 杨耀琴, 王永德等.吐温80合并温热(39-43℃)对BGC-823人胃癌细胞膜流动性及EPM的影响[J].细胞生物学杂志,1991,13(4):166～70.
[20] Haeffner EH, Hoffmann CJK, Stoehr M et al. Cholesterol-induced growth stimulation, cell aggregation, and membrane properties of ascites tumor cells in culture[J]. Cancer Res, 1984.44: 2668～75.
[21] Sato C, Nakayama T, Kojima K. Effects of hyperthermia on cell surface charge and cell survival in mastocytoma cells[J]. Cancer Res, 1981, 41: 4107～10.
1999-09-11, 百拇医药
单位：杨翠兰(第一军医大学细胞生物学与医学遗传学教研室，广东 广州 510515)；罗深秋(第一军医大学细胞生物学与医学遗传学教研室，广东 广州 510515)
关键词：温度；细胞膜；流动性
第一军医大学学报000347 中图分类号：R 文献标识码：A 文章编号：1000-2588(2000)03-0287-03
目前，物理及化学条件对细胞膜流动性的影响越来越受到人们的关注，特别是温热用于临床治疗肿瘤以来，温度对细胞膜流动性的影响变得愈加重要。本文就测量温度对膜流动性影响的方法技术和温度对正常细胞膜流动性及肿瘤细胞膜流动性的影响3方面简述如下：
1 测量温度对膜流动性影响的方法
, 百拇医药
膜流动性是膜的一种生物物理学特性，定量表达了膜脂分子的迁移率和旋转运动率。这些参数可以通过物理学方法测定，如电子自旋共振、磁共振分光术、荧光双折射以及近几年发展起来的激光扫描共聚焦显微镜技术(荧光漂白恢复术)。下面详细介绍后两种技术方法：
1.1 荧光双折射法[1]
稳定状态的荧光双折射性测定，由于它的简单性与灵敏性而被广泛地应用于研究生物学系统。最常用的探针是TMA- DPH。将TMA- DPH导入待测膜的磷脂双分子层中测定荧光的双折射性。这种荧光物质是一种DPH的阳离子类似物，阳离子的电荷保证了探针锚在水- 脂界面上，最可能的是和部分DPH插入膜的脂酰链上部之间[2]。用这种标记物对所有细胞进行标记的工作还比较少见，多数实验是在刮取的或胰蛋白酶消化的细胞悬液中进行的[3]。测得的荧光双折射值与膜流动性呈反向关系。
, 百拇医药 一般通过荧光极化测定荧光双折射性。细胞在用于极化测量前，置于Hank’s液(37°C，pH=7.4)的石英玻璃杯中，只容许一种几何形状的特殊玻片条支持物，它使细胞的表面与入射光呈30°定位。这个角度可以使个体极化成分对光的选择性反射的影响降到最低[4] 。用Shimadzu RF-540荧光分光光度计(L型)测定荧光双折射性，然后按下列公式计算荧光双折射值：
r=Ivv-Ivh)/(Ivv- Ivh)，G=Ihv / Ihh，rG=Ivv- Gvh)/(Ivv+2Gvh)
r表示测得得荧光双折射值、G表示光学系统的矫正因素、rG表示校正的荧光双折射值、Ivv(vh)表示垂直激发和垂直(水平)发射偏振器、Ihh(hv)表示水平激发和水平(垂直)发射偏振器。激发波长为360 nm、狭缝5 nm；发射波长为430 nm、狭缝20 nm。
, 百拇医药
1.2 激光扫描共聚焦显微镜技术[5]
普通光学显微镜观察生物样品时，物镜焦点以外的样品部分发出的光会降低图像的清晰度。激光扫描共聚焦显微镜能够对生物样品的任一点清晰成像，突破了普通光学显微镜不能对细胞或组织内部进行定位检测的局限性，实现了非侵入式光学断层扫描成像，图像的对比度和清晰度较普通光学显微镜明显改善[6]。
通过显微荧光图像分析细胞内物质含量、分布已在细胞生物学研究中得到广泛应用。由于普通荧光显微镜测量结果多为定性的，缺少定量测量功能和记录活细胞荧光动态变化的功能。共聚焦显微镜能够定量(或定性)测量多个活细胞中物质的含量、分布，利用共聚焦断层扫描成像功能还可以获得细胞内某一层面内的荧光图像，因而提高了测量结果的可靠性和精确性，拓宽了细胞荧光测量的应用范围。用激光扫描共聚焦显微镜测量膜流动性时可采用荧光漂白后恢复技术[5]，基本原理是利用高强度的激光束照射到活细胞膜表面的某一区域(直径大小为几个微米)，使该区域的荧光淬灭或漂白 [7、8]，然后再用较弱的激光束照射该区域，检测荧光强度的恢复情况(细胞膜上其它地方的荧光探针流动到漂白区域)，推算出荧光探针的物质的扩散系数D、荧光恢复率R，μ误差。再选择适当的荧光配体直接与荧光探针结合，再通过配体与膜表面受体结合来标记受体，然后利用荧光漂白恢复(FRAP)技术测量配体刺激前后膜磷脂受体扩散系数和荧光恢复率的变化。先在倒置相差显微镜下观察并选定所要测量的细胞，然后用ACAS 570[5]上的FRAP程序确定线扫描的起始点、终点和光漂白点。仪器参数如下：激发波长488 nm，荧光波长nm，Pinhole=800μm，线扫描步长0.3 μm，线扫描激光功率1 mW；用于荧光漂白的激光功率8 mW，漂白时间900 ms。在开始阶段(0～ 60 s)每隔4 s进行一次线扫描，此后(60～ 200 s)每隔5 s进行一次线扫描，总扫描为200 s。所有测量均在低温(8±4)°C空气中进行，动态测试完成后，对细胞作共聚焦断层扫描成像[9]。
, 百拇医药
2 温度对正常细胞的膜流动性的影响
Hermann[1]等通过对培养的健康人的成纤维细胞的研究发现分别在37、25、20和4°C的Hank’s液中测定荧光双折射值时，正如所料，孵育温度的变化能改变双折射值。当温度在4°C时，rG值最高，然后随着温度的上升rG值开始下降。但是在室温(20～ 25)°C时，双折射值有一个突发的回升, 而这正是某些膜脂的相变温度范围。培养的人体皮肤成纤维细胞和urothel-肌原纤维细胞置于不同的环境温度中时，培养细胞的生长温度确实能更改rG值，而且细胞也能部分地调整这种环境温度的变化。在体内可能存在的双折射性差异，对于同一温度下培养的细胞却丧失了这种区别。另外，Hermann等还发现，转化和非转化的鼠大脑细胞的双折射值相似，但比人类成纤维细胞的低，但在未对鼠成纤维细胞的rG值测定前，不能排除不同物种的同一类型的细胞膜流动性不同的可能。膜流动性适应持续较长时间的环境温度而产生的变化被称为细胞的等粘性适应。这种变化可以在冬眠动物 [10]和鱼类对周围水温的适应中发现[11]。另外，也可以在人类外露皮肤区的男性性腺上观察到这种变化。在原核生物和一些变温动物[12]中，这种适应与膜脂成分的变化有关。目前，人们对于人类培养细胞的温度适应了解较少。Zeljko[13]等也用健康人的成纤维细胞(培养的)作材料，研究了培养温度对完整细胞和纯粹脂膜的影响，用的方法是荧光双折射法。膜的线表层用TMA-DPH标记，疏水层用DPH标记[2]。结果表明，人类成纤维细胞可以通过更改脂膜深层无极化区域的流动性，调整自身适应低温(30°C)，而对于整个细胞则没有这种现象。在40°C时，除了脂肪酸的成分的一些变化之外，看不到细胞的其它膜脂成分的适应性变化。
, http://www.100md.com
人类成纤维细胞通常在37°C下培养，但是能继续在30～40°C之间(甚至更高的温度)生长，然而，当温度低于28°C时，细胞则会停止生长[13]。
活细胞能持续维持它的重要机能。已经证实，细胞能够通过改变脂质的组成来适应温度导致的膜流动性变化[14]。这种适应性的变化在整个细胞脂质的脂肪酸成分中也能观察到，在一定范围内，以损害饱和脂肪酸(C14)为代价。有关多聚不饱和脂肪酸数量增加的现象，以前在冷适应的金鱼中也发现过[12]。但有实验[13]表明，在培养细胞的前3 d内，任何温度下都不会出现因温度而导致的荧光双折射性的变化，即膜流动性变化。
3 温度对肿瘤细胞的膜流动性的影响
细胞膜流动性受质膜组分的影响，反过来膜流动性也影响质膜的功能[15，16]。Shinitzky[16]认为：流动性肿瘤细胞(如腹水肝癌细胞)的膜流动性则比其相应的正常细胞高；而实体癌细胞(如肝癌细胞)的膜流动性比其相应正常细胞低。而温度(高温或低温)常能通过引起膜组分的变化导致膜流动性的变化。另外，Hermann [1]发现延长鼠大脑细胞的孵育导致荧光双折射值的增加，而被部分抑制的转化细胞(ROC- 1细胞)的双折射值却进一步降低了。这与Shinitzky[16]发现的关于恶性肿瘤的高膜流动性一致。
, 百拇医药
温热治疗肿瘤达到一定温度后可使细胞质膜发生改变[17]，导致细胞代谢紊乱，严重时可引起细胞死亡[18]。杨虎川[19]等研究发现，肿瘤细胞经温热作用时，膜流动性较常温下有较大增加(P<0.01)，39°C与41 °C作用相似，加温时间对膜流动性影响较小(P>0.05)。43°C作用下膜流动性明显增加，并随加温时间延长而加强，以100 min时作用最显著，冷却后恢复亦慢。而正常人红细胞受温热作用后，膜流动性也有所增加，但较肿瘤细胞比例小，冷却后各温度组均明显恢复，48 h时各组均恢复正常。另外，杨虎川等还发现，温热合并吐温80(Tween 80)作用时，各组膜流动性均较单独作用时明显增加，肿瘤细胞膜流动性明显高于正常细胞，与有关报道一致[20]。这可能与肿瘤细胞膜的结构组成有关，如肿瘤细胞膜中胆固醇含量较正常细胞低及卵磷脂比率较高等因素可致膜流动性增高。还有报道认为肿瘤细胞质膜的结构在常温下较正常细胞更趋向于真液态，流动性较大，相变温度较正常细胞低，一般在43°C左右[21]。正如杨虎川等文献的实验结果所示，39、41°C对肿瘤细胞的作用相对较弱，冷却后也易恢复，当接近或超过43°C时，细胞膜流动性下降幅度显著增加。这与细胞膜发生相变有关。在相变温度以下，细胞可通过调节膜脂链的长度和饱和程度维持膜流动性等特性的相对稳定；当达到相变温度或以上时，细胞膜发生相变，使膜流动迅速增加，膜上附着的蛋白质、糖脂结构松散、移位甚至脱落，故也难以修复。
, 百拇医药
综上所述，正常细胞质膜结构为液晶态趋向晶态，相变温度较高，细胞膜流动性远低于肿瘤细胞，受温度影响较小，抵御温热的作用能力较强。肿瘤细胞膜则趋向真液态，易受温度影响，可以作为临床上治疗肿瘤的有力依据。
杨翠兰(1974-),女,湖南东安人,1999年毕业于第一军医大学,硕士,助教
参考文献
[1] Hermann T, Vytautas B, Albin H et al. Effects of culture and lncubation conditions on membrane fluidity in monolayers of cultured cells measured as fluorescence anisotropyusing trimethy lammoniumdiph-enylhexatriene (TMA-DPH)[J]. Biochem Biophys Acta, 1990,1028:67～72.
, 百拇医药
[2] Prender FG, Hauland RP, Callahan PJ. 1-[4-(Trimethyllamino) phenyl]-6-phenylhexa-1,3,5-triene:synthesis, fluorescence properties ,and use as a fluorescence probes of lipid[J]. Biochemistry, 1981,20:7333～8.
[3] Kuhry JG, Fonteneau P, Duportail G et al. TMA-DPH: a suitable fluorescence polarization probe for specific plasma membrane fluidity studies in intact living cells[J]. Cell Biophys, 1983, 5:129～37.
[4] Hermetter A, Rainer B, Ivessa E et al. Influence of plasmalogen deficiency on membrane fluidity of human skin fibroblasts:a fluore-scence anisotropy study[J]. Biochem Biophys Acta,1989, 978:151～7.
, http://www.100md.com
[5] 雷国华, 朴英杰, 吴建春等.受体介导的内吞引起的巨噬细胞溶酶体碱化[J].第一军医大学学报,1997,17(1):1～3.
[6] Davin MS. Confocal scanning optical microscopy and its applications for biological specimens[J]. J Cell Sci, 1989, 94(2): 175～206.
[7] Haugland RP. Handbook of fluorescence probes and research chemicals[M]. 5th edition(1992) and 6th edition(1996), 1996, 45～6.
[8] Yguerabide J, Schmidt JA, Yguerabide EE et al. Lateral mobility in membranes as detected by fluorescence recovery after photoble-aching[J]. Biophys J, 1982, 40:69～75.
, 百拇医药
[9] 雷国华, 朴英杰, 鲍永耀等.激光扫描共焦显微镜研究巨噬细胞在ConA刺激下的变化[J].第一军医大学学报,1996,16(3):172～5.
[10] Aloia RC, Raison JK. Membrane function in mammalian hiberna-tion[J]. Biochem Biophys Acta, 1989.988:123～46.
[11] Cossins A. adaptation of biological membranes to temperature-the Effect of temperature acctimation of goldfish upon the viscosity of synaptosomal membranes[J]. Biochem Biophys Acta, 1977, 470: 395～411.
, 百拇医药 [12] Svobodova J, Svoboda P. Membrane fluidity in bacillus subtilis, physical change and biological adaptation[J]. Folia Microbid, 1988, 33(3): 161～72.
[13] Zeljko S, Hermann T, Roger Z et al. Cultured human skin fibroblasts modify their plasma membrane lipid composition and fluidity according to growth temperature suggesting homeoviscous adaptation at hypothe-rmic (30℃) but not at hyperthermic(40℃) temperatures[J]. Biochem Biophys Acta, 1992.1104:31～7.
, 百拇医药
[14] Konings AW, Ruifrok AC. Role of membrane lipids and membrane fluidity in thermosensitivity and thermotolerance of mammalian cells[J]. Rad. Res, 1985.102:86～98.
[15] 杨福愉.生物膜的流动性[J].生物化学与生物物理进展,1981.5:1～6.
[16] Shinitzky M. Membrane fluidity in malignancy adversalive and recuperative[J]. Biochem Biophys Acta, 1983.738:251～63.
[17] 郑正炯，徐漱惠，鲍仕登等.温度(40-45℃)对MGc80-3人胃腺癌细胞表面电荷的影响[J].生物化学与生物物理进展,1986.6:27～9.
, 百拇医药
[18] 小野山靖人, 津村 昌.温热疗法の生物学的基[M].医学のあゅみ,1985.135:860～4.
[19] 杨虎川, 杨耀琴, 王永德等.吐温80合并温热(39-43℃)对BGC-823人胃癌细胞膜流动性及EPM的影响[J].细胞生物学杂志,1991,13(4):166～70.
[20] Haeffner EH, Hoffmann CJK, Stoehr M et al. Cholesterol-induced growth stimulation, cell aggregation, and membrane properties of ascites tumor cells in culture[J]. Cancer Res, 1984.44: 2668～75.
[21] Sato C, Nakayama T, Kojima K. Effects of hyperthermia on cell surface charge and cell survival in mastocytoma cells[J]. Cancer Res, 1981, 41: 4107～10.
1999-09-11, 百拇医药