当前位置: 首页 > 期刊 > 《中华骨科杂志》 > 2000年第6期
编号:10232209
椎间盘退变模型的建立及其历史和现状
http://www.100md.com 《中华骨科杂志》 2000年第6期
     作者:西永明 胡有谷

    单位:266003青岛大学医学院附属医院骨科

    关键词:

    中华骨科杂志000616

    腰腿痛是影响人类健康的常见病和多发病。研究表明约23%的腰腿痛患者其病因与椎间盘的退行性改变有关[1]。但椎间盘退变的确切病因及病理生理机制目前仍不十分清楚。为深入探讨椎间盘退变的病理过程,有必要建立类似人类椎间盘退变的动物实验模型,对椎间盘退变的诱发因素,早期发生的形态学、生物化学及其它方面的变化进行较为详尽的研究。

    一、动物模型的要求及动物选择

    建立的动物模型要求与人类的椎间盘退变具有相似性和可比拟性。应包括以下几个方面:(1)能再现椎间盘退行性病变的客观规律;(2)模型重复性好;(3)所选动物解剖和生理特点尽可能与人类近似。动物模型的制备已有近70年的历史。Lob等[2](1933)损伤兔椎间盘纤维环后观察到椎间盘产生与人类椎间关节病变相似的变化。Key等[3](1948)首先报告了实验动物椎间盘退行性的改变。在此后的模型制作中,大部分选择传统的动物。近10多年来,倾向于选用猪、羊等较大的动物制作模型。灵长类在生物进化方面同人类的亲缘关系比较密切,解剖生理特点与人类最为近似,如恒河猴,是用于制作人椎间盘退变模型最理想的动物。但因为经济因素,其应用受到一定限制。
, 百拇医药
    二、动物椎间盘退变模型的建立

    (一)自然椎间盘退变模型:Hansen[4](1952)首次对软骨发育不良狗的椎间盘变化进行了观察。Berry[5](1961)研究了针尾鼠(pintailmouse)自然发生的椎间盘退变过程。Silberberg等[6](1979)首次描述了与人类椎间盘退行性变相似的沙鼠椎间盘的变化。研究发现这些物种的椎间盘退变出现早,发生率高,病变特点接近人类椎间盘自然退行性变。在研究遗传、生活习性等对退变的影响方面,取这些动物作为模型在一定程度上减少了人为因素的影响,可直接对实验对象进行观察。但这些动物种类和数量有限,选材不便。

    (二)诱发性椎间盘退变模型

    1.纤维环损伤法:Key等[3]1948年首次应用损伤实验动物纤维环后制作动物模型的方法,此后被广泛采用和改进。Osti等[7](1990)将羊的前外侧纤维环部分切开,建立动物模型。纤维环损伤按部位可分为:前部正中、前外侧、后部正中及后外侧损伤;根据损伤的方式分为:刀割裂伤、纤维环开窗术、针刺伤和刮擦伤;损伤可为纤维环的部分或全层,可在椎间盘的中央也可邻近上位或下位终板。Nguyen等[8]应用髓核抽吸(CA)技术,在X线透视下,经后外层入路,对后外侧纤维环行纤维环切开及髓核物质的抽吸,制作了狗的椎间盘退变模型,以上方法均需形体较大的动物。由于引起退变所需针的标准、针刺深度不易掌握,目前很少采用通过刺伤方法制作动物模型。Lipson等[9]对兔纤维环的前部刮擦伤后,在一定的时间内对椎间盘的生物化学改变进行了观察,未发现异常变化。
, 百拇医药
    2.软骨终板损伤法:通过椎体钻一斜行的孔洞直达软骨终板和髓核来制作椎间盘退变模型[10]。但破坏终板的程度不易掌握,损伤后可立即出现一些变化,如Schmorl结节、局部出血及继发周围肉芽组织形成等而影响观察。此法创伤较大,有一定死亡率,目前应用较少。

    3.髓核损伤法:是在尽量少损伤纤维环、软骨终板及周围力学结构的前提下,往髓核内注射透明质酸酶(Hyaluronidase)或木瓜凝乳蛋白酶(Chymopapain)等化学物质,溶解髓核而制成[11]。该法具有可在非开放手术下进行、创伤小、操作简单等优点。缺点是髓核内注射的药物可影响以后生物化学检测的准确性。

    4.间接椎间盘损伤法:其不直接破坏椎间盘结构,而是通过脊柱力学性质的改变引起椎间盘退变。(1)双后肢大鼠模型[12]:出生2d的SD大鼠,结扎并切除其双上肢和尾部,成活的幼鼠在饲养过程中依靠双后肢直立行走,增加其下腰部负重。(2)切除单侧或双侧椎关节突关节制作的模型:Sullivan等[13]应用39只大白兔,在同一水平上切除两侧的上关节突,研究腰椎间盘的变化。(3)折尾法:Lindblom[14]将大鼠尾巴弯成“U”形,持续观察一段时间后发现在鼠尾椎间盘受压侧的纤维环发生了退变,而未受压侧未发现退变征象。(4)其他的制作方法:包括在一定频率、一定时间内反复刺激椎旁肌肉而产生的身体振动模型[15],椎体内固定[16]和椎关节融合模型[17]等。
, http://www.100md.com
    三、退变椎间盘形态学观察

    (一)纤维环和髓核:Kaapa等[18]将猪椎间盘腹侧纤维环做部分切除建立模型,可观察到以下变化:(1)髓核皱缩或干瘪、变小、纤维化;(2)纤维环和髓核分界不清;(3)髓核失去正常光泽而呈灰黄色;(4)前部纤维增宽,有毛细血管长入,损伤区由肉芽组织修复,附近正常板层结构部分受损。Osti等[7]造成羊椎间盘前外侧纤维环边缘性损伤,术后不同时期观察发现:(1)纤维环外侧1/3愈合,而内侧2/3未愈合;(2)继发内层纤维环的断裂,髓核物质向切开部位突出;(3)纤维环有多个同心环状裂隙,髓核碎裂,色素沉着,并出现多个放射状裂隙;(4)后期出现明显的软骨化生,髓核的异染性不均一;(5)髓核内脊索细胞数目逐渐减少,代之为软骨样细胞和成纤维样细胞,退变坏死细胞增多。

    (二)软骨终板及其下椎体骨的变化:Moore等[19]通过羊前外侧纤维环损伤模型观察到:(1)终板中心区血管分布多于周边;(2)上、下位终板的血管分布无明显差异;(3)与未损伤的对照组相比,损伤侧血管计数明显增多,伤后1~2个月差异明显;(4)受损椎间盘切开侧血管的分布较对侧多;(5)受损椎间盘与未损伤椎间盘组织学特征有明显的不同,但它们的血管计数无明显差异,两者血管计数均增加;(6)经历短暂的血管化反应后,终板内血管增生逐渐减少,向正常水平过渡;(7)软骨内骨化,透明软骨破坏,软骨细胞坏死,裂隙形成,软骨终板与髓核全部或部分分离,严重时终板消失。Moore等[20]将羊椎间盘的前外侧环损伤后,重点观察了椎体骨的变化:(1)损伤早期可见软骨下小梁骨骨量增加约50%;(2)骨量增加不局限于切开侧;(3)软骨下骨髓减少,骨质硬化;(4)可见血管化的纤维组织,黄骨髓成分增多;(5)椎体边缘骨赘形成。
, 百拇医药
    四、椎间盘退变模型的生物化学

    椎间盘组织中主要的大分子物质是胶原和蛋白多糖,胶原主要与椎间盘的弹性强度有关,而蛋白多糖的吸水特性可使椎间盘保持高水压,这是椎间盘负重载荷的基础。自80年代以来,国内外学者对椎间盘退变动物模型的生物化学进行了大量的研究。Lipson等[9]首次对动物纤维环行切开后动态观察了生物化学的变化,发现椎间盘内水和蛋白多糖的含量在损伤的最初几天内经历了短暂的降低后,有一个快速恢复与合成的过程,随后进行性丢失。最初减少的蛋白多糖聚合体在伤后3周左右数量最多,6~7周明显降低。原有蛋白多糖单体的长度不随退变的发展而改变,但新合成的蛋白多糖单体体积明显增大。Melrose等[21]采用羊椎间盘纤维环损伤模型对蛋白多糖代谢进行研究发现:(1)受损椎间盘的髓核在损伤后8个月出现蛋白多糖和胶原含量的明显下降,同时伴随着非胶原蛋白多糖的增加;(2)损伤椎间盘的蛋白多糖最初下降,于伤后6~8个月恢复到对照组水平;(3)与损伤椎间盘相邻椎间盘的髓核中也观察到时间依赖性基质成分的改变,包括蛋白多糖和胶原含量的下降。Kaapa等[18]应用猪椎间盘损伤模型,3个月后对损伤椎间盘分区进行生化指标的检测,结果显示:(1)无机和有机硫酸盐的浓度均降低;(2)总的蛋白多糖浓度降低,而前部和后部纤维环中的浓度保持在对照组水平;(3)髓核中水的含量下降;(4)髓核中糖醛酸含量和6-硫酸软骨素与4-硫酸软骨素的比值下降,而硫酸软骨素与硫酸角质素的比例不受影响。
, 百拇医药
    最近Kaapa等[22]应用猪的模型测定总羟脯氨酸(Hyp)的浓度,与胶原合成有关的两个关键酶的活性脯氨酰4-羟化酶(PH),半乳糖基羟乙基葡萄糖基转移酶(GGT)和成熟的胶原共价交联。结果显示髓核Hyp的浓度增加,PH和GGT的活性增强,水的含量降低,胶原共价交联减少。

    五、椎间盘退变影像学检查

    在实验研究中,对椎间盘进行早期精确的评估至关重要。近年来,许多学者在椎间盘退变模型的建立及研究中应用了MRI技术。与其它影像学检查手段相比,MRI弥补了普通X线片、CT和髓核造影的不足,具有以下独特的优点:(1)反映组织的多个参数,可获得较CT等手段更多的成像信息;(2)椎间盘各个部分在MRI上清晰可辨;(3)可直接进行多平面成像;(4)无辐射损伤。随着MRI技术的不断改进、表面线圈技术的应用以及软件的开发,MRI已是椎间盘退行性变最简单最精确的检查手段。Sether等[23]应用狗的模型,对不同方式损伤的椎间盘的变化进行了MRI检查,并对退变过程中椎间盘所表现出的病理解剖变化与MRI成像的关系进行了系统的描述。Nguyen等[24]采用纤维环损伤模型,研究了椎间盘的对照增强。Ibrahim等[25]采用兔的模型,应用Gd-DTPA增强扫描研究了软骨终板的弥散性能:(1)退变早期由于水和生物化学改变(主要是多糖和硫酸软骨素的降解),使得椎间盘内结合水和自由水都减少,前者造成T2弛豫时间稍有延长,后者引起T1弛豫时间明显延长,表现为椎间盘干瘪、变薄,在T2加权像信号强度降低;(2)髓核中心程度不同的纤维化、钙化在T1、T2加权像表现为斑点状的低信号;(3)髓核严重皱缩、间盘内积气,T2加权像显示低信号,即所谓的“真空现象”;(4)退变发展到一定程度,椎间盘广泛的裂隙内充满髓核物质,整个椎间盘可表现为高强度信号;(5)自髓核向纤维环延伸的放射状裂隙,如内部含有自由水或髓核物质,T2加权像为高强度信号;(6)纤维环内的环状裂隙由于经常含有较周围正常纤维环组织更多的水分,在T2加权像上表现为边缘较黑的纤维环外层中出现高信号区域;(7)如果裂隙内或周围有血管分布,可静脉注射对照增强剂(Gd-DTPA),通过血管弥散入裂隙内,显示较高强度信号;(8)检测未与髓核交通的边缘性裂伤时,MRI被认为是唯一的成像形式[26];(9)Schmorl结节在T1加权像表现为软骨下椎体骨质内低强度信号,T2加权像上显示为椎体骨质内高强度信号。变性椎间盘邻近椎体骨髓内血管化的纤维组织,T1加权图像为低强度信号,T2加权像为中等强度信号;黄骨髓成分增多时T1加权像为高强度信号,T2加权像为中等强度信号;近椎间盘椎体的骨硬化区在T1、T2加权像呈低强度信号,静脉注射Gd-DTPA,硬化骨和椎间盘部分在T1加权像显示对照增强。以上均未对退变椎间盘进行量化评价,而是一种主观的评估。
, http://www.100md.com
    Videman等[27]对椎间盘干瘪性变化进行了半定量的评估,根据退变程度分为四级:Ⅰ级,椎间盘无退变征象,显示为高强度信号,评定为0分;Ⅱ级,轻度退变,信号强度轻微降低,评定为1分;Ⅲ级,中等程度退变,信号强度中度降低,评定为2分;Ⅳ级,严重退变,信号缺失,评定为3分。每个椎间盘退变分数为前、中、后三部分退变分数之和,变化范围为0~9分,0分无退变,9分退变最严重。本方法为我们提供了评定椎间盘退变的半定量标准。

    椎间盘损伤退变模型的制作,将有助于我们观察损伤退变过程中椎间盘退变的病因学及其病理生理机制,同时也可使我们利用建立的模型来检验一些逆转退变药物的疗效,为深入研究人类椎间盘退变提供可靠的实验依据。参考文献

    1,Anerson JAD. The lumbar spine and low back pain.3rd ed. London:Churchill Living Stone,1987. 2-36.
, 百拇医药
    2,Lob A,Holm C. Die zusammenhange zwischen den verletzungen der bandscheiben and der spondylosis deformans im tierversuch.Dtsch Ztschr Chr, 1933, 240:421-440.

    3,Key JA,Ford LT. Experimental intervertebral-disc lesions.J Bone Joint Surg(Am),1948, 30:621-629.

    4,Hansen HJ.A pathologic-anatomical study on disc degeneration in dogs.Acta Orthop Scand(Br),1952, 11(suppl 3):111-117.

    5,Berry RJ.Genetically controlled degeneration of the nucleus pulposus in the mouse.J Bone Joint Surg(Br), 1961, 43:387-393.
, 百拇医药
    6,Silberberg R, Aufdermaur M,Adler JH. Degeneration of the intervetebral disks and spondylosis in aging sand rats.Arch Pathol Lab Med, 1979, 103:231-235.

    7,Osti OL,Vernon-Roberts B,Fraser RD,et al.1990 Volvo Award in experimental studys. Anulus tears and intervertebral disc degeneration: an experimental study using an animal model.Spine,1990, 15:762-767.

    8,Nguyen CM,Haughton VM, Ho KC,et al.A model for studying intervertebral disc degeneration with magnetic resonace and a nucletome.Invest Radiol,1989, 24:407-409.
, http://www.100md.com
    9,Lipson SJ,Muir H.Proteoglycans in experimental intervertebral disc degeneration. Spine,1981, 6:194-210.

    10,Keyes DC,Compere EL.The normal and pathological physiolgy of the nucleus pulposus of the intervertebral disc :an anatomical,clinical,and experimental study.J Bone Joint Surg(Br) ,1932, 14:897-938.

    11,Bercovici S,Paraschivesco E.Recherche experimentale sur ladiscopathie vertebrale degenerative.Rev Rheum, 1958, 25:487-499.
, 百拇医药
    12,Cassidy JD ,Yong-Hing K,Kirkaldy-Willis WH, et al.A study of the effects of bipedism and upright posture on the lumbosacral spine and paravertebral muscles muscles of the Wistar rat.Spine, 1988, 13:301-308.

    13,Sullivan JD,Farfan HF,Kahn DS.Pathologic changes with intervertebral joint rotational instability in the rabbit.Can J Surg, 1971, 14:71-79.

    14,Lindblom K.Intervertebral-disc degeneration considered as a pressure atrophy .J Bone Joint Surg(Am), 1957, 39:933-945.
, http://www.100md.com
    15,Wada E,Ebara S,Saito S,et al.Experimental spondylosis in the rabbit spine:overuse could accelerate the spondylosis.Spine, 1992, 17(suppl 3):1-6.

    16,Schendel MJ,Dekutoski MB,Ogilvie JW,et al. Kinematics of the canine lumbar intervertebral joint: an in vivo study before and after adjacent instrumentation. Spine, 1995,20:2555-2564.

    17,Cole TC,Burkhardt D,Ghosh P,et al .Effects of spinal fusion on the proteoglycans of the canine intervertebral disc.J Orthop Res, 1985, 3:277-291.
, 百拇医药
    18,Kaapa E,Holm S,Inkinen R,et al. Proteoglycan chemistry in experimentally injured porcine intervertebral disk.J Spinal Discord,1994, 7:296-306.

    19,Moore RJ,Osti OL,Vernon-Roberts B, et al.Changes in endplate vascularity after an outer anulus tear in the sheep.Spine,1992, 17:874-878.

    20,Moore RJ, Vernon-Roberts B,Osti OL, et al.Remodeling of vertebral bone after outer anular injury in sheep.Spine, 1996,21:936-940.
, http://www.100md.com
    21,Melrose J,Ghosh P,Taylor TK,et al.A longitudinal study of the matrix changes induced in the intervertebral disc by surgical damage to the annulus fibrosus.J Orthop Res,1992, 10:665-676.

    22,Kaapa E,Holm S,Han X,et al.Collagens in the injured porcine intervertebral disc.J Orthop Res, 1994, 12:93-102.

    23,Sether LA, Nguyen C, Yu SN, et al.Canine intervetebral disks: correlation of anatomy and MR imaging. Radiology, 1990, 175:207-211.
, 百拇医药
    24,Nguyen CM,Ho KC,YU SW,et al .An experimental model to study contrast enhancement in MR imaging of the intervertebral disk.Am J Neuroradiol, 1989, 10:811-814.

    25,Ibrahim MA,Jesmanowicz A,Hyde JS,et al.Contrast enhancement of normal intervertebral disks:time and dose depedence. Am J Neuroradiol, 1994, 15:419-423.

    26,Richard J. The role of magnetic resornance imaging in the assisment of disk degeneration and diskogenic pain.Low Back Pain, 1996,385-405.

    27,Videman T, Nummi P , Battie MC,et al. Digital assessment of MRI for lumbar disc desiccation: a comparison of digital versus subjective assessments and digital intensity profiles versus discogram and macroanatomic findings.Spine, 1994, 19:192-198.

    (收稿日期:1998-10-19), http://www.100md.com