CCK-8对内毒素休克大鼠肺脏细胞因子的抑制效应
河北医科大学病理生理教研室；石家庄 050017 孟爱宏；凌亦凌*；赵晓云；张君岚；王秋红
关键词：缩胆囊素；内毒素；细胞因子；肺脏；p38丝裂素活化蛋白激酶
摘要：观察八肽胆囊收缩素(cholecystokinin-octapeptide, CCK-8)改善脂多糖(lipopolysaccharide, LPS)引起的大鼠内毒素性休克(endotoxic shock, ES)过程中血清及肺脏细胞因子的变化, 探讨p38丝裂素活化蛋白激酶(p38 mitogen-activated protein kinase, p38 MAPK)的信号转导作用。用生理多道记录仪观察尾静脉注入LPS (8 mg/kg i.v.)复制的SD大鼠ES模型、 LPS注入前10 min尾静脉注入CCK-8 (40 μg/kg i.v.)、 单独注入CCK-8 (40 μg/kg i.v.) 或生理盐水(对照)的四组大鼠平均动脉血压(MAP)的改变, 应用ELISA试剂盒检测血清和肺脏中炎性细胞因子(TNF-α、IL-1β 和IL-6)的变化。用Western blot检测肺脏p38 MAPK的表达。结果显示：CCK-8可改善LPS 引起的大鼠MAP的下降。与对照组相比, LPS可显著增加血清和肺脏TNF-α、IL-1β 和IL-6含量；CCK-8可显著抑制LPS诱导的血清和肺脏TNF-α、IL-1β 和IL-6的增加。CCK-8可增加ES大鼠肺脏磷酸化p38 MAPK的表达。结果提示CCK-8可改善ES大鼠MAP的降低, 并对肺脏促炎性细胞因子过量产生有抑制作用, p38MAPK可能参与了其信号转导机制。
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内毒素主要成分脂多糖(lipopolysaccharide, LPS)可诱导内毒素休克(endotoxic shock, ES), 肺脏是ES时最易受损的器官之一。LPS可激活丝裂素活化蛋白激酶(MAPK)包括p38 MAPK, 刺激宿主细胞产生大量促炎性细胞因子, 促进肺损伤。因此, 减轻过度的炎症反应是控制ES时肺损伤的重要措施。我室以往的研究表明八肽胆囊收缩素(cholecystokinin-octapeptide, CCK-8)具有抗ES的作用, 但其机制尚未完全明了[1]。本研究采用尾静脉注入LPS复制大鼠ES模型, 观察CCK-8对ES大鼠肺脏炎性细胞因子(TNF-α、 IL-1β和IL-6)产生的影响, 并从p38 MAPK方面进一步探讨其机制。
1材料和方法
1.1 材料CCK-8(硫酸化)、 LPS(E.coli LPS, serotype 0111:B4)、亮抑肽酶、 胃蛋白酶抑制剂和Triton X-100均购自Sigma, 抑肽酶购自Boehringer (USA)。检测TNF-α的ELISA试剂盒购自Medsystem (Austria), 最低检测限度为17 ng/L。检测IL-1β 和IL-6的ELISA试剂盒购自Endogen (USA), 最低检测限度分别为12 和16 ng/L。其余试剂为分析纯。
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1.2 内毒素休克模型复制[1]及实验分组健康雄性SD大鼠54只(150~200 g, 河北省实验动物中心提供)。尾静脉给药, 分为(1) 对照组：注入等量生理盐水; (2) LPS组：注入LPS(8 mg/kg, 5 mg/ml), 注入后出现血压显著下降为ES 模型; (3) CCK-8+LPS组：注入LPS前10 min注入CCK-8 (40 μg/kg, 0.05 mg/ml); (4) CCK-8组：注入等量CCK-8(40 μg/kg)。
1.3 平均动脉血压(MAP)检测行股动脉插管, 连接生理记录仪(RM-6000, 日本光电), 记录平均动脉血压, 待血压稳定后给药。
1.4 血清和肺脏中细胞因子测定注药后2或6 h放血处死动物, 迅速摘取肺脏, 用PBS洗去血, 并将2 和6 h血液以1500 r/min离心收集血清, 标本存于-80℃冰箱待分析。按文献报道和本实验室预实验结果确定LPS刺激后不同细胞因子产生的峰值时间[2], 用2 h处死留取的标本检测TNF-α, 6 h处死留取的标本检测 IL-1β 和IL-6。冻存的肺脏称重后置于匀浆缓冲液中(4℃), 100 mg组织/ml缓冲液。缓冲液含蛋白酶抑制剂的混合物, 包括1 mmol/L PMSF, 1 μg/ml 胃蛋白酶抑制剂 A, 1 μg/ml 抑肽酶和1 μg/ml 亮抑肽酶溶于含0.5% Triton X-100的PBS中(pH 7.2)。标本匀浆后以18000 r/min离心。使用大鼠ELISA试剂盒分别检测血清和肺组织上清的细胞因子(TNF-α、 IL-1β 和IL-6)含量。各组实验动物均为6例。
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1.5 Western blot检测肺脏p38 MAPK表达注入LPS后30 min(p38 MAPK表达的高峰时间)迅速摘取肺脏, 用PBS (pH 7.2)制备肺组织匀浆, 18000r/min离心10 min。取上清, 用考马斯亮蓝法进行蛋白定量, 各组分别取相同量的蛋白质溶液, 加入等体积点样缓冲液混匀, 100℃、 8 min变性。将上述各样品经12% SDS-PAGE胶电泳, 转移到PVDF膜, 与磷酸化特异性p38 MAPK抗体孵育, 用T-PBS洗三次后将膜与辣根过氧化酶 (HRP)标记二抗孵育1 h。T-PBS洗三次后, 以DAB显色。
1.6 统计学处理 数据以 mean±SD表示。单因素方差分析进行组间比较, 有显著差异者用Newman-Keuls q 检验进行两两比较, 以P<0.05为有显著差异。使用成像分析系统(60-2107, 美国)进行p38 MAPK表达的相对定量分析。
2结果
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2.1 MAP变化
处理前各组间MAP未见显著差异。给予LPS导致2 h内出现显著而持续的MAP下降, LPS组30 min、 1 和2 h分别下降到7.82±1.07、 8.49±0.92和7.60±0.68 kPa。 CCK-8+LPS组上述各时间点血压分别恢复到9.33±1.53、 10.77±0.82 和10.71±0.45 kPa。
2.2 LPS注入2或6 h血清细胞因子水平
对照组和CCK-8组大鼠血清TNF-α和IL-1β 均未检测到(低于检测下限), 而血清IL-6浓度则分别为128.49±22.06 和 83.59±77.74 pg/ml。LPS组2 h时血清TNF-α水平显著增加到276.71±86.43 pg/ml(P<0.01)。CCK-8+LPS组TNF-α的含量减少为12.29±21.28 pg/ml(P<0.01)。LPS组6 h血清IL-1β 和IL-6水平较对照组分别增加到43.19±9.41 pg/ml (P<0.01)和 3566.92±686.95 pg/ml (P<0.01), 而CCK-8+LPS组IL-1β (不能检测到)和IL-6含量(1796.55±68.97 pg/ml)均显著下降(P<0.01)。
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2.3 LPS注入2或6 h肺脏细胞因子水平
CCK-8组与对照组比较细胞因子含量未见显著差异。LPS 组2 h肺脏TNF-α含量(385.87±85.18 pg/ml)显著高于对照组(69.28±54.87 pg/ml, P<0.01)；CCK-8+LPS组较LPS组TNF-α含量下降为179.77±15.51 pg/ml (P<0.01)。与对照组(未检测到)相比, LPS组肺脏IL-1β 含量(4049.91±613.79 pg/ml)显著增加(P<0.01), 其IL-6含量(1196.77±494.60 pg/ml)较对照组(96.58±20.06 pg/ml)也显著增加(P<0.01)。CCK-8+LPS组肺脏IL-1β 和IL-6含量较LPS组分别下降为3292.68±68.95 pg/ml(P<0.05)和543.44±97.24 pg/ml(P<0.05)。
2.4 Western blot
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检测p38 MAPKLPS组30 min时Western blot检测大鼠肺脏可见明显的磷酸化p38 MAPK的表达, 密度测定单位(densitometry units, DU)为对照组的2.34倍, P< 0.01。CCK-8+LPS组亦可见更为显著的磷酸化p38 MAPK表达, DU为对照组的2.57倍, P<0.01。对照组与CCK组均可见较弱的磷酸化p38 MAPK的表达, CCK组DU为对照组的1.33倍, P<0.05
3讨论
本研究结果显示, 给予CCK-8改善了LPS诱导的MAP下降, 并抑制LPS诱导的血清和肺脏促炎性细胞因子(TNF-α、 IL-1β 和IL-6)增加。CCK-8抑制这些促炎性细胞因子可利于机体抗ES, LPS或CCK-8对细胞因子产生的影响可能与两者对p38 MAPK的激活有关。TNF-α、 IL-1β 和IL-6是已知的在炎症反应中起重要作用的促炎性介质, 这些炎性介质在LPS导致的ES中可诱导广泛的病理生理学改变, 其内源性产生过量可能是全身性感染导致组织损伤和最终导致器官衰竭的原因[3～5]。 以往大多数关于LPS或革兰氏阴性菌诱导这些细胞因子生成的知识是来自于体外研究, 或是用从动物模型和全身性感染病人获得的体液来进行研究的, 然而细胞因子作用的主要部位可能在组织和细胞水平[6]。本结果显示, 给予LPS后, 肺脏和血清中TNF-α含量变化差别不明显；而肺脏IL-6含量的增加较血清中的低；相反, 给予LPS肺脏IL-1β 含量的增加较血清中的高。这些结果表明, 肺脏中TNF-α、 IL-1β 和IL-6与循环中这些细胞因子水平的增加程度有所不同。肺脏中活化的巨噬细胞是已知的促炎性细胞因子的活跃生成者。提示给予LPS后肺脏是TNF-α和 IL-1β 产生的重要器官, 释放产生的这些细胞因子进入循环, 进而促进血清细胞因子的增加。我们发现, CCK-8可显著地抑制LPS诱导的体内促炎性细胞因子的增加。而Cunningham 等[7]发现, CCK-8单独刺激单核细胞产生TNF-α、 IL-1β 和IL-6, 产生的量仅为LPS刺激的2%~7%, 而以后的研究[8]表明, CCK-8诱导的细胞因子增加可能是由在培养基中检测到的内毒素或LPS引起的。
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尽管已有研究提示CCK-8具有抗ES的作用, 但确切机制尚不清楚。我们以往的研究表明了CCK-8对TNF-α引起的肺动脉内皮损伤有保护作用[9]。本实验发现的CCK-8的抗炎效应可能介导其在抗ES中的细胞保护作用, p38 MAPK信号途径可能参与了CCK-8的抗炎效应, 但CCK-8调节p38 MAPK的确切机制尚不清楚。我们的结果提出一个疑问, 即LPS激活p38 MAPK参与TNF-α的生成, 而CCK-8增强LPS激活的p38 MAPK却减少TNF-α的生成。近来有研究报道一氧化碳抑制ES小鼠产生细胞因子的作用依赖于其对p38 MAPK的激活, 提示p38 MAPK的作用可能存在微妙的平衡[10]。较轻的激活如LPS单独作用可刺激TNF-α生成, 而高度激活如CCK-8和LPS共同刺激则产生抑制作用, 导致TNF-α的生成减少。这一结果表明调节细胞因子生成的分子机制是复杂的, 值得进一步探讨。
本研究在LPS诱导的ES模型中首次证实CCK-8有前所未知的功能, 即可抑制LPS诱导的促炎性细胞因子的生成, 提示 CCK-8有可能用于治疗全身性感染及其它的炎症性疾病。
, http://www.100md.com
参考文献
[1]Ling YL (凌亦凌), Huang SS (黄善生), Wang LF (王乐丰), Zhang JL(张君岚), Wan M(万 梅), Hao RL(郝荣利). Cholecystokinin-octapeptide (CCK-8) reverses experimental endotoxin shock. Acta Physiol Sin (生理学报), 1996, 48(4)：390~394 (Chinese, English abstract).
[2]Molina PE, Abumrad NN. Differential effects of hemorrhage and LPS on tissue TNF-α, IL-1 and associate neuro-hormonal and opioid alterations. Life Sci, 2000, 66:399~408.
, 百拇医药
[3]Schlag G, Redl H. Mediators of injury and inflammation. World J Surg, 1996, 20:406~410.
[4]Jansen MJJM, Hendriks T, Vogels MTE, Van der Meer JWM, Goris RJA. Inflammatory cytokines in an experimental model for the multiple organ dysfunction syndrome. Crit Care Med, 1996, 24: 1196~1202.
[5]Wu RQ, Xu YX, Song XH, Chen LJ, Meng XJ. Adhesion molecule and proinflammatory cytokine gene expression in hepatic sinusoidal endothelial cells following cecal ligation and puncture. World J Gastroenterol, 2001, 7:128~130.
, http://www.100md.com
[6]Ge YM, Ezzell RM, Clark BD, Loiselle PM, Amato SF, Warren HS. Relationship of tissue and cellular interleukin-1 and lipopolysaccharide after endotoxemia and bacteremia. J Infect Dis, 1997, 176:1313~1321.
[7]Cunningham ME, Shaw TA, Bernstein LH, Tinghitella TJ, Claus RE, Brogan DA, McMillen MA. Cholecystokinin-stimulated monocytes produce inflammatory cytokines and eicosanoids. Am J Gastroenterol, 1995, 90: 621~626.
[8]Lieb K, Fiebich BL, Grawitzm MB, Hull M, Berger M. Effect of substance P and selected other neuropeptides on the synthesis of interleukin-1 beta and interleukin-6 in human monocytes: a re-examination. J Neuroimmunol, 1996, 67: 77~81.
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[9]Meng AH (孟爱宏), Ling YL (凌亦凌), Wang DH (王殿华), Gu ZY (谷振勇), Li SJ (李淑瑾), Zhu TN (朱铁年). Cholecystokinin-octapeptide alleviates tumor necrosis factor-alpha induced changes in rabbit pulmonary arterial reactivity and injuries of endothelium in vitro. Acta Physiol Sin (生理学报), 2000;52(6):502~506 (Chinese, English abstract).
[10]Ottervein LE, Bach FH, Alam J, Soares, Lu HT, Wysk M, Davis RJ, Flavell RA, Choi AMK. Carbon monoxide has anti-inflammatory effects involving the mitogen-activated protein kinase pathway. Nat Med, 2000, 6:422~428., http://www.100md.com
关键词：缩胆囊素；内毒素；细胞因子；肺脏；p38丝裂素活化蛋白激酶
摘要：观察八肽胆囊收缩素(cholecystokinin-octapeptide, CCK-8)改善脂多糖(lipopolysaccharide, LPS)引起的大鼠内毒素性休克(endotoxic shock, ES)过程中血清及肺脏细胞因子的变化, 探讨p38丝裂素活化蛋白激酶(p38 mitogen-activated protein kinase, p38 MAPK)的信号转导作用。用生理多道记录仪观察尾静脉注入LPS (8 mg/kg i.v.)复制的SD大鼠ES模型、 LPS注入前10 min尾静脉注入CCK-8 (40 μg/kg i.v.)、 单独注入CCK-8 (40 μg/kg i.v.) 或生理盐水(对照)的四组大鼠平均动脉血压(MAP)的改变, 应用ELISA试剂盒检测血清和肺脏中炎性细胞因子(TNF-α、IL-1β 和IL-6)的变化。用Western blot检测肺脏p38 MAPK的表达。结果显示：CCK-8可改善LPS 引起的大鼠MAP的下降。与对照组相比, LPS可显著增加血清和肺脏TNF-α、IL-1β 和IL-6含量；CCK-8可显著抑制LPS诱导的血清和肺脏TNF-α、IL-1β 和IL-6的增加。CCK-8可增加ES大鼠肺脏磷酸化p38 MAPK的表达。结果提示CCK-8可改善ES大鼠MAP的降低, 并对肺脏促炎性细胞因子过量产生有抑制作用, p38MAPK可能参与了其信号转导机制。
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内毒素主要成分脂多糖(lipopolysaccharide, LPS)可诱导内毒素休克(endotoxic shock, ES), 肺脏是ES时最易受损的器官之一。LPS可激活丝裂素活化蛋白激酶(MAPK)包括p38 MAPK, 刺激宿主细胞产生大量促炎性细胞因子, 促进肺损伤。因此, 减轻过度的炎症反应是控制ES时肺损伤的重要措施。我室以往的研究表明八肽胆囊收缩素(cholecystokinin-octapeptide, CCK-8)具有抗ES的作用, 但其机制尚未完全明了[1]。本研究采用尾静脉注入LPS复制大鼠ES模型, 观察CCK-8对ES大鼠肺脏炎性细胞因子(TNF-α、 IL-1β和IL-6)产生的影响, 并从p38 MAPK方面进一步探讨其机制。
1材料和方法
1.1 材料CCK-8(硫酸化)、 LPS(E.coli LPS, serotype 0111:B4)、亮抑肽酶、 胃蛋白酶抑制剂和Triton X-100均购自Sigma, 抑肽酶购自Boehringer (USA)。检测TNF-α的ELISA试剂盒购自Medsystem (Austria), 最低检测限度为17 ng/L。检测IL-1β 和IL-6的ELISA试剂盒购自Endogen (USA), 最低检测限度分别为12 和16 ng/L。其余试剂为分析纯。
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1.2 内毒素休克模型复制[1]及实验分组健康雄性SD大鼠54只(150~200 g, 河北省实验动物中心提供)。尾静脉给药, 分为(1) 对照组：注入等量生理盐水; (2) LPS组：注入LPS(8 mg/kg, 5 mg/ml), 注入后出现血压显著下降为ES 模型; (3) CCK-8+LPS组：注入LPS前10 min注入CCK-8 (40 μg/kg, 0.05 mg/ml); (4) CCK-8组：注入等量CCK-8(40 μg/kg)。
1.3 平均动脉血压(MAP)检测行股动脉插管, 连接生理记录仪(RM-6000, 日本光电), 记录平均动脉血压, 待血压稳定后给药。
1.4 血清和肺脏中细胞因子测定注药后2或6 h放血处死动物, 迅速摘取肺脏, 用PBS洗去血, 并将2 和6 h血液以1500 r/min离心收集血清, 标本存于-80℃冰箱待分析。按文献报道和本实验室预实验结果确定LPS刺激后不同细胞因子产生的峰值时间[2], 用2 h处死留取的标本检测TNF-α, 6 h处死留取的标本检测 IL-1β 和IL-6。冻存的肺脏称重后置于匀浆缓冲液中(4℃), 100 mg组织/ml缓冲液。缓冲液含蛋白酶抑制剂的混合物, 包括1 mmol/L PMSF, 1 μg/ml 胃蛋白酶抑制剂 A, 1 μg/ml 抑肽酶和1 μg/ml 亮抑肽酶溶于含0.5% Triton X-100的PBS中(pH 7.2)。标本匀浆后以18000 r/min离心。使用大鼠ELISA试剂盒分别检测血清和肺组织上清的细胞因子(TNF-α、 IL-1β 和IL-6)含量。各组实验动物均为6例。
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1.5 Western blot检测肺脏p38 MAPK表达注入LPS后30 min(p38 MAPK表达的高峰时间)迅速摘取肺脏, 用PBS (pH 7.2)制备肺组织匀浆, 18000r/min离心10 min。取上清, 用考马斯亮蓝法进行蛋白定量, 各组分别取相同量的蛋白质溶液, 加入等体积点样缓冲液混匀, 100℃、 8 min变性。将上述各样品经12% SDS-PAGE胶电泳, 转移到PVDF膜, 与磷酸化特异性p38 MAPK抗体孵育, 用T-PBS洗三次后将膜与辣根过氧化酶 (HRP)标记二抗孵育1 h。T-PBS洗三次后, 以DAB显色。
1.6 统计学处理 数据以 mean±SD表示。单因素方差分析进行组间比较, 有显著差异者用Newman-Keuls q 检验进行两两比较, 以P<0.05为有显著差异。使用成像分析系统(60-2107, 美国)进行p38 MAPK表达的相对定量分析。
2结果
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2.1 MAP变化
处理前各组间MAP未见显著差异。给予LPS导致2 h内出现显著而持续的MAP下降, LPS组30 min、 1 和2 h分别下降到7.82±1.07、 8.49±0.92和7.60±0.68 kPa。 CCK-8+LPS组上述各时间点血压分别恢复到9.33±1.53、 10.77±0.82 和10.71±0.45 kPa。
2.2 LPS注入2或6 h血清细胞因子水平
对照组和CCK-8组大鼠血清TNF-α和IL-1β 均未检测到(低于检测下限), 而血清IL-6浓度则分别为128.49±22.06 和 83.59±77.74 pg/ml。LPS组2 h时血清TNF-α水平显著增加到276.71±86.43 pg/ml(P<0.01)。CCK-8+LPS组TNF-α的含量减少为12.29±21.28 pg/ml(P<0.01)。LPS组6 h血清IL-1β 和IL-6水平较对照组分别增加到43.19±9.41 pg/ml (P<0.01)和 3566.92±686.95 pg/ml (P<0.01), 而CCK-8+LPS组IL-1β (不能检测到)和IL-6含量(1796.55±68.97 pg/ml)均显著下降(P<0.01)。
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2.3 LPS注入2或6 h肺脏细胞因子水平
CCK-8组与对照组比较细胞因子含量未见显著差异。LPS 组2 h肺脏TNF-α含量(385.87±85.18 pg/ml)显著高于对照组(69.28±54.87 pg/ml, P<0.01)；CCK-8+LPS组较LPS组TNF-α含量下降为179.77±15.51 pg/ml (P<0.01)。与对照组(未检测到)相比, LPS组肺脏IL-1β 含量(4049.91±613.79 pg/ml)显著增加(P<0.01), 其IL-6含量(1196.77±494.60 pg/ml)较对照组(96.58±20.06 pg/ml)也显著增加(P<0.01)。CCK-8+LPS组肺脏IL-1β 和IL-6含量较LPS组分别下降为3292.68±68.95 pg/ml(P<0.05)和543.44±97.24 pg/ml(P<0.05)。
2.4 Western blot
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检测p38 MAPKLPS组30 min时Western blot检测大鼠肺脏可见明显的磷酸化p38 MAPK的表达, 密度测定单位(densitometry units, DU)为对照组的2.34倍, P< 0.01。CCK-8+LPS组亦可见更为显著的磷酸化p38 MAPK表达, DU为对照组的2.57倍, P<0.01。对照组与CCK组均可见较弱的磷酸化p38 MAPK的表达, CCK组DU为对照组的1.33倍, P<0.05
3讨论
本研究结果显示, 给予CCK-8改善了LPS诱导的MAP下降, 并抑制LPS诱导的血清和肺脏促炎性细胞因子(TNF-α、 IL-1β 和IL-6)增加。CCK-8抑制这些促炎性细胞因子可利于机体抗ES, LPS或CCK-8对细胞因子产生的影响可能与两者对p38 MAPK的激活有关。TNF-α、 IL-1β 和IL-6是已知的在炎症反应中起重要作用的促炎性介质, 这些炎性介质在LPS导致的ES中可诱导广泛的病理生理学改变, 其内源性产生过量可能是全身性感染导致组织损伤和最终导致器官衰竭的原因[3～5]。 以往大多数关于LPS或革兰氏阴性菌诱导这些细胞因子生成的知识是来自于体外研究, 或是用从动物模型和全身性感染病人获得的体液来进行研究的, 然而细胞因子作用的主要部位可能在组织和细胞水平[6]。本结果显示, 给予LPS后, 肺脏和血清中TNF-α含量变化差别不明显；而肺脏IL-6含量的增加较血清中的低；相反, 给予LPS肺脏IL-1β 含量的增加较血清中的高。这些结果表明, 肺脏中TNF-α、 IL-1β 和IL-6与循环中这些细胞因子水平的增加程度有所不同。肺脏中活化的巨噬细胞是已知的促炎性细胞因子的活跃生成者。提示给予LPS后肺脏是TNF-α和 IL-1β 产生的重要器官, 释放产生的这些细胞因子进入循环, 进而促进血清细胞因子的增加。我们发现, CCK-8可显著地抑制LPS诱导的体内促炎性细胞因子的增加。而Cunningham 等[7]发现, CCK-8单独刺激单核细胞产生TNF-α、 IL-1β 和IL-6, 产生的量仅为LPS刺激的2%~7%, 而以后的研究[8]表明, CCK-8诱导的细胞因子增加可能是由在培养基中检测到的内毒素或LPS引起的。
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尽管已有研究提示CCK-8具有抗ES的作用, 但确切机制尚不清楚。我们以往的研究表明了CCK-8对TNF-α引起的肺动脉内皮损伤有保护作用[9]。本实验发现的CCK-8的抗炎效应可能介导其在抗ES中的细胞保护作用, p38 MAPK信号途径可能参与了CCK-8的抗炎效应, 但CCK-8调节p38 MAPK的确切机制尚不清楚。我们的结果提出一个疑问, 即LPS激活p38 MAPK参与TNF-α的生成, 而CCK-8增强LPS激活的p38 MAPK却减少TNF-α的生成。近来有研究报道一氧化碳抑制ES小鼠产生细胞因子的作用依赖于其对p38 MAPK的激活, 提示p38 MAPK的作用可能存在微妙的平衡[10]。较轻的激活如LPS单独作用可刺激TNF-α生成, 而高度激活如CCK-8和LPS共同刺激则产生抑制作用, 导致TNF-α的生成减少。这一结果表明调节细胞因子生成的分子机制是复杂的, 值得进一步探讨。
本研究在LPS诱导的ES模型中首次证实CCK-8有前所未知的功能, 即可抑制LPS诱导的促炎性细胞因子的生成, 提示 CCK-8有可能用于治疗全身性感染及其它的炎症性疾病。
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参考文献
[1]Ling YL (凌亦凌), Huang SS (黄善生), Wang LF (王乐丰), Zhang JL(张君岚), Wan M(万 梅), Hao RL(郝荣利). Cholecystokinin-octapeptide (CCK-8) reverses experimental endotoxin shock. Acta Physiol Sin (生理学报), 1996, 48(4)：390~394 (Chinese, English abstract).
[2]Molina PE, Abumrad NN. Differential effects of hemorrhage and LPS on tissue TNF-α, IL-1 and associate neuro-hormonal and opioid alterations. Life Sci, 2000, 66:399~408.
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[3]Schlag G, Redl H. Mediators of injury and inflammation. World J Surg, 1996, 20:406~410.
[4]Jansen MJJM, Hendriks T, Vogels MTE, Van der Meer JWM, Goris RJA. Inflammatory cytokines in an experimental model for the multiple organ dysfunction syndrome. Crit Care Med, 1996, 24: 1196~1202.
[5]Wu RQ, Xu YX, Song XH, Chen LJ, Meng XJ. Adhesion molecule and proinflammatory cytokine gene expression in hepatic sinusoidal endothelial cells following cecal ligation and puncture. World J Gastroenterol, 2001, 7:128~130.
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[6]Ge YM, Ezzell RM, Clark BD, Loiselle PM, Amato SF, Warren HS. Relationship of tissue and cellular interleukin-1 and lipopolysaccharide after endotoxemia and bacteremia. J Infect Dis, 1997, 176:1313~1321.
[7]Cunningham ME, Shaw TA, Bernstein LH, Tinghitella TJ, Claus RE, Brogan DA, McMillen MA. Cholecystokinin-stimulated monocytes produce inflammatory cytokines and eicosanoids. Am J Gastroenterol, 1995, 90: 621~626.
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