5-羟色胺抑制谷氨酸对海马神经元的毒性作用
1军事医学科学院卫生学环境医学研究所；天津 300050；2军事医学科学院药物毒物研究所；3基础医学研究所；北京 100850 马强1；刘卫2；吴丽颖3；晁福寰1
关键词：5-羟色胺 (5-HT)；谷氨酸 (Glu)；海马神经细胞；应激
摘要：为探讨5-羟色胺(5-HT)对过量谷氨酸(glutamate, Glu)神经毒性的影响, 观察了5-HT存在时, 过量Glu对海马细胞存活率、 海马脑片CA1区群锋电位(population spike, PS)及神经细胞膜Ca2+电流的影响。结果发现: 5-HT可明显提高过量Glu作用下海马神经细胞的存活率, 减缓Glu对海马脑片CA1区PS的降低作用; 在细胞膜上, 5-HT可明显减弱Glu诱导的Ca2+内向电流。推测, 一定浓度的5-HT具有抑制过量Glu神经毒性的作用, 其机制可能在于5-HT与细胞膜上特定的受体结合, 抑制了Glu诱导的Ca2+内流。
, http://www.100md.com
临床报告和动物实验均表明, 长期反复的心理应激影响脑功能, 使学习记忆能力和行为能力降低。进一步的研究证实, 应激时体内急剧升高的应激激素糖皮质激素 (glucocorticoids, GCs), 是应激影响脑功能的主要原因之一。研究发现, 高浓度的GCs会选择性地作用于与学习记忆功能密切相关的海马脑区, 影响海马的正常功能, 甚至导致海马神经元发生不同程度的萎缩, 乃至死亡[1]。
已有的研究表明, GCs作用于海马神经元的主要机制之一, 是通过谷氨酸(glutamate, Glu)作用于细胞。过量的GCs会使Glu在细胞外大量聚积, 产生兴奋性神经毒性[2]。研究证实, 突触间Glu的大量聚积, 会激活神经细胞膜上特异的受体通道, 使胞外Ca2+大量内流, 胞内Ca2+聚积, 导致细胞损伤、 死亡[2]。
有研究报道, 应激引发GCs和Glu升高的同时, 还影响海马的5-HT系统。长期处于应激状态不但使海马5-HT含量、 5-HT受体发生改变, 而且使投射到海马的5-HT能神经的传递能力下降[3]。海马5-HT系统失衡是应激导致抑郁症和焦虑症发病的主要原因[7]。
, 百拇医药
进一步的研究发现, 提高 5-HT 能神经传递能力、抑制突触回收5-HT的药物, 可有效地减弱应激对海马的损伤作用[8]。分析其原因, 有学者认为, 突触间5-HT与其受体结合产生的效果可能具有拮抗Glu与其受体结合产生的效应, 即会减弱过量Glu的神经毒性[4]。但目前, 有关5-HT拮抗过量Glu神经毒性的推测尚缺少充分的实验证据, 为此, 本研究就5-HT影响过量Glu神经毒性的作用及机制进行了初步探索。
1材料和方法
1.1 体外原代培养大鼠海马神经细胞新生Wistar乳鼠 (军事医学科学院动物中心提供)断头取海马→胰酶 (0.125%)消化→种植液洗涤, 稀释成106个/ml细胞悬液→种植入96孔培养板 (100 μl/孔)→CO2培养箱中培养→24 h, 换无血清饲养液→48 h, 加阿糖胞酐抑制胶质细胞生长→换饲养液后第5 d, 培养液中加Glu (10、 50、 100 μmol/L)或5-HT (10-5 μmol/L)→48 h, 观察其结果。
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种植液组成: DMEM (84%)、 马血清 (10%)、 胎牛血清 (5%)、 谷氨酰胺 (1%)。
无血清饲养液组成: neurobasal medium (98%)、 N2 (1%)、 谷氨酰胺 (1%)。
1.2 细胞存活率的测定MTT染色法: 96孔培养板每孔加入10 μl甲基-噻唑蓝 (methyl thiazolyl, MTT)磷酸缓冲液(终浓度为0.5 mg/ml), 培养5 h后, 吸出培养液, 加入DMSO 100 μl/孔, 振荡, 使结晶充分溶解; 最后在酶标仪上测量光密度(激发波长: 570 nm)。
1.3 大鼠海马脑片制备雄性Wistar大鼠(军事医学科学院动物中心提供), 体重100 g左右, 乙醚快速麻醉。 断头, 迅速取出脑组织, 放入通有95% O2和5%CO2混合气的冰冷的人工脑脊液(ACSF)中。冰浴下迅速取出海马组织, 在振动切片机上, 垂直于海马纵轴方向切取海马脑片, 脑片厚度为200 μm。将脑片放入通有95% O2和5% CO2混合气、 温度为31℃的ACSF中, 孵育1～2 h待用。
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1.4 海马脑片CA1区群锋电位(PS)的诱发将孵育过的脑片放入脑片浴槽中, 用31℃、 含95% O2和5% CO2混合气的ACSF全浸灌流, 灌流速度为2 ml/min。将双股不锈钢刺激电极置于海马脑片的Schaffer侧枝通路上, 记录玻璃微电极置于CA1区的锥体细胞层上。
用间隔60 s、 时程100 μs、 电流强度0.5 mA的电刺激, 刺激Schaffer通路, 记录的PS电信号经放大器放大、计算机采样处理。至少维持30 min, 待PS波形稳定, 以此时PS幅度为100%。之后, 换用含Glu 1.0 mmol/L (或同时含5-HT 10-5 mol/L和Glu 1.0 mmol/L)的ACSF灌流脑片, 记录每分钟PS的幅度变化 (百分数表示)。
1.5 海马细胞膜Glu配体依赖性Ca2+电流的测量在正常培养海马神经细胞的35 mm培养皿中, 弃培养液, 换记录液 (含5-HT 10-5 mol/L或0)。采用膜片箝 (patch clamp)全细胞记录法, 将细胞膜电位箝制在-40 mV, 用100 μmol/L的 Glu喷射到细胞膜上, 测量Ca2+电流。
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记录液成分: NaCl 140 mmol/L、 KCl 5 mmol/L、 HEPES 10 mmol/L、 Glucose 10 μmol/L、 CaCl2 2 mmol/L、 TTX 1 μmol/L、 Gly 10 μmol/L。
电极内液成分(mmol/L): CsCl 140、 HEPES 10、 EGTA 10、 Na2ATP 2。
1.6 数据处理细胞存活率以对照组为100%, 其它实验组与之比较, 用百分数表示。海马脑片PS幅值大小以Glu灌流前5 min内的均值为100%, 其它时间点的PS与之比较, 用百分数表示。数据结果表示为mean±SD, 用柱图或线图表示。 两组数据比较用t检验。
2结果
2.1 5-HT对过量Glu神经兴奋性毒性的影响
, 百拇医药
过量的Glu有明显的神经毒性作用。10、 50和100 μmol/L 的Glu作用48 h, 可明显降低海马神经元的存活率 (P<0.01), 且有剂量依赖关系。
当培养液中含有5-HT (10-5 mol/L)时, 同样在过量的Glu作用下, 海马神经元的存活率提高, 其中对100 μmol/L Glu毒性的抑制作用更为明显 (P<0.05)。可见, 一定浓度的5-HT具有抑制Glu的兴奋性毒性作用。
2.2 5-HT对海马脑片过量Glu神经毒性的影响
用含1 mmol/L Glu的ACSF灌流海马脑片, 会使CA1区诱发的PS幅值在2～3 min内迅速下降, 表明Glu对海马生理机能有明显的毒性作用。而当灌流液中含有5-HT (10-5 mol/L)时, 同样在Glu (1 mmol/L)作用下, PS下降会明显减缓。在Glu单独作用下, PS在2～3 min内降到10%以下, 而在5-HT存在时, PS的降低速率延迟, Glu作用约10 min时, PS才降到10%以下, 表明5-HT有明显减缓过量Glu神经毒性的作用。
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2.3 5-HT对海马神经细胞膜上Glu诱导的Ca2+电流的影响
100 μmol/L的Glu在海马神经细胞膜上诱导的内向Ca2+电流为1*#070 pA左右; 当记录液中含有10-5 mol/L的5-HT时, 相同浓度Glu诱导的Ca2+电流则减弱到470 pA左右, 两组数值差异显著 (P<0.01)。可见, 5-HT减弱Glu诱导的Ca2+电流, 可能是5-HT抑制过量Glu神经毒性的机制之一。图4是在海马神经元上诱发的Ca2+电流。
3讨论
神经细胞膜上与Glu结合的主要受体NMDA受体, 是电压-配体双重依赖的受体Ca2+通道, 在细胞膜去极化达一定程度和胞外Glu联合作用下, NMDA受体会被激活, Ca2+通道开放。
已有的研究表明, 糖皮质激素损伤海马神经细胞主要通过两种途径: 降低细胞能量代谢水平和使Glu在胞外大量聚积[9]。分析认为, 由于GCs抑制了海马神经元正常的能量代谢, 使其能量匮乏, 可能会导致神经细胞膜上Na+·K+-ATP酶功能下降, 造成细胞膜去极化[10], 使NMDA受体的激活得到易化; 同时, 在细胞外大量聚积的Glu的共同作用下, 会大量激活神经细胞膜上的NMDA受体, 导致大量的Ca2+内流, 引起胞内Ca2+蓄积、 超载, 最终导致神经细胞损伤[11]。
, 百拇医药
研究发现, 应激还会影响海马的5-HT系统。慢性应激会使海马5-HT水平低下, 同时也使5-HT1A受体的功能和水平下降。由于5-HT与5-HT1A受体结合具有保护海马、 益于海马正常功能发挥的作用, 所以, 应激对海马5-HT水平和5-HT受体的改变, 可能会使海马神经元在有害因素作用下易受损性大大增加[7]。
从本研究在正常海马脑片和细胞上的实验结果推测, 5-HT抑制过量Glu神经毒性的作用机制, 可能主要是5-HT结合5-HT1A受体的作用所致。已有研究证实, 5-HT与5-HT1A受体结合会使细胞膜上的K+内流增加, 膜超极化, 从而达到抑制NMDA受体开放, 减弱过量Glu诱导的Ca2+内流的作用[7]。
总之, 本研究通过实验初步得出, 提高5-HT的水平, 具有抑制过量Glu神经细胞毒性, 减缓过量Glu损伤海马机能的作用。虽然该实验只改变了5-HT的含量, 并未涉及5-HT受体的变化, 但仍然得到了阳性的结果。该结果对应激损伤干预措施的提出可能具有一定的借鉴意义。本研究还有待在5-HT受体、 5-HT抑制过量Glu神经毒性机制等方面做更加深入的研究。
, 百拇医药
参考文献
[1] Sapolsky RM, Why stress is bad for your brain. Science, 1996, 273:749～750.
[2]Moghaddam B, Bolinao ML, Stein-Behrens B et al. Glucocorticoids mediate the stress-induced extracelluar accumulation of glutamate. Brain Res, 1994, 655:251～254.
[3]Amat J, Matus-Amat P, Watkins LR et al. Escapable and inescapable stress differentially and selectively extracelluar levels of 5-HT in the ventral hippocampus and dorsal periaqueductal gray of the rat. Brain Res, 1998, 797:12～22.
, 百拇医药
[4]McEwen BS. Prevention of stress-induced morphological and cognitive consequences. Eur Neuropsychopharmacol, 1997, 7(Suppl 3):323～328.
[5]Scully D. Physical exercise and psychological well being: a critical review. Br J Sports Med, 1998, 32(2):111～120.
[6]Chaouloff F. Effects of acute physical exercise on central serotonergic system. Med Sci Sports Exerc, 1997, 29(1):58～62.
[7]Graeff FG, Guimaraes FS, Telma GCS et al. Role of 5-HT in stress, anxiety, and depression. Pharmacol Biochem Behav, 1996, 54(1):129～141.
, 百拇医药
[8]Magaris AM, Deslandes A, McEwen BS. Effect of antidepressants and benzodiazepine treatments on the dendritic structure of CA3 pyramidal neurons after chronic stress. Eur J Pharmacol, 1999, 371(23):113～122.
[9]Reagan LP, McEwen BS. Controversies surrounding glucocorticoid-mediated cell death in the hippocampus. J Chem Neuroanat, 1997, 13(3):149～167.
[10]Ma Q (马 强), Liu W (刘 卫), Wu LY (吴丽颖) et al. Effect of corticosterone on the membrane potential of cultured rat hippocampal neurons in vitro. Chin J Neurosci (中国神经科学杂志), 2000, 16(2):123～125 (Chinese, English abstract).
, 百拇医药
[11]Xu CQ (许长庆), Zhang ZM (张宗明), Xia ZL (夏作理) et al. Effects of glutamate on transient outward potassium current of dissociated hippocampal neurons in CA1 sector in rats. Acta Physiol Sin (生理学报), 1999, 51(1):55～59 (Chinese, English abstract).
Received 2000-10-15Accepted 2000-12-15
*Corresponding author. Tel: 022-84655196; E-mail: maqiangw@sina.com, 百拇医药
关键词：5-羟色胺 (5-HT)；谷氨酸 (Glu)；海马神经细胞；应激
摘要：为探讨5-羟色胺(5-HT)对过量谷氨酸(glutamate, Glu)神经毒性的影响, 观察了5-HT存在时, 过量Glu对海马细胞存活率、 海马脑片CA1区群锋电位(population spike, PS)及神经细胞膜Ca2+电流的影响。结果发现: 5-HT可明显提高过量Glu作用下海马神经细胞的存活率, 减缓Glu对海马脑片CA1区PS的降低作用; 在细胞膜上, 5-HT可明显减弱Glu诱导的Ca2+内向电流。推测, 一定浓度的5-HT具有抑制过量Glu神经毒性的作用, 其机制可能在于5-HT与细胞膜上特定的受体结合, 抑制了Glu诱导的Ca2+内流。
, http://www.100md.com
临床报告和动物实验均表明, 长期反复的心理应激影响脑功能, 使学习记忆能力和行为能力降低。进一步的研究证实, 应激时体内急剧升高的应激激素糖皮质激素 (glucocorticoids, GCs), 是应激影响脑功能的主要原因之一。研究发现, 高浓度的GCs会选择性地作用于与学习记忆功能密切相关的海马脑区, 影响海马的正常功能, 甚至导致海马神经元发生不同程度的萎缩, 乃至死亡[1]。
已有的研究表明, GCs作用于海马神经元的主要机制之一, 是通过谷氨酸(glutamate, Glu)作用于细胞。过量的GCs会使Glu在细胞外大量聚积, 产生兴奋性神经毒性[2]。研究证实, 突触间Glu的大量聚积, 会激活神经细胞膜上特异的受体通道, 使胞外Ca2+大量内流, 胞内Ca2+聚积, 导致细胞损伤、 死亡[2]。
有研究报道, 应激引发GCs和Glu升高的同时, 还影响海马的5-HT系统。长期处于应激状态不但使海马5-HT含量、 5-HT受体发生改变, 而且使投射到海马的5-HT能神经的传递能力下降[3]。海马5-HT系统失衡是应激导致抑郁症和焦虑症发病的主要原因[7]。
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进一步的研究发现, 提高 5-HT 能神经传递能力、抑制突触回收5-HT的药物, 可有效地减弱应激对海马的损伤作用[8]。分析其原因, 有学者认为, 突触间5-HT与其受体结合产生的效果可能具有拮抗Glu与其受体结合产生的效应, 即会减弱过量Glu的神经毒性[4]。但目前, 有关5-HT拮抗过量Glu神经毒性的推测尚缺少充分的实验证据, 为此, 本研究就5-HT影响过量Glu神经毒性的作用及机制进行了初步探索。
1材料和方法
1.1 体外原代培养大鼠海马神经细胞新生Wistar乳鼠 (军事医学科学院动物中心提供)断头取海马→胰酶 (0.125%)消化→种植液洗涤, 稀释成106个/ml细胞悬液→种植入96孔培养板 (100 μl/孔)→CO2培养箱中培养→24 h, 换无血清饲养液→48 h, 加阿糖胞酐抑制胶质细胞生长→换饲养液后第5 d, 培养液中加Glu (10、 50、 100 μmol/L)或5-HT (10-5 μmol/L)→48 h, 观察其结果。
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种植液组成: DMEM (84%)、 马血清 (10%)、 胎牛血清 (5%)、 谷氨酰胺 (1%)。
无血清饲养液组成: neurobasal medium (98%)、 N2 (1%)、 谷氨酰胺 (1%)。
1.2 细胞存活率的测定MTT染色法: 96孔培养板每孔加入10 μl甲基-噻唑蓝 (methyl thiazolyl, MTT)磷酸缓冲液(终浓度为0.5 mg/ml), 培养5 h后, 吸出培养液, 加入DMSO 100 μl/孔, 振荡, 使结晶充分溶解; 最后在酶标仪上测量光密度(激发波长: 570 nm)。
1.3 大鼠海马脑片制备雄性Wistar大鼠(军事医学科学院动物中心提供), 体重100 g左右, 乙醚快速麻醉。 断头, 迅速取出脑组织, 放入通有95% O2和5%CO2混合气的冰冷的人工脑脊液(ACSF)中。冰浴下迅速取出海马组织, 在振动切片机上, 垂直于海马纵轴方向切取海马脑片, 脑片厚度为200 μm。将脑片放入通有95% O2和5% CO2混合气、 温度为31℃的ACSF中, 孵育1～2 h待用。
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1.4 海马脑片CA1区群锋电位(PS)的诱发将孵育过的脑片放入脑片浴槽中, 用31℃、 含95% O2和5% CO2混合气的ACSF全浸灌流, 灌流速度为2 ml/min。将双股不锈钢刺激电极置于海马脑片的Schaffer侧枝通路上, 记录玻璃微电极置于CA1区的锥体细胞层上。
用间隔60 s、 时程100 μs、 电流强度0.5 mA的电刺激, 刺激Schaffer通路, 记录的PS电信号经放大器放大、计算机采样处理。至少维持30 min, 待PS波形稳定, 以此时PS幅度为100%。之后, 换用含Glu 1.0 mmol/L (或同时含5-HT 10-5 mol/L和Glu 1.0 mmol/L)的ACSF灌流脑片, 记录每分钟PS的幅度变化 (百分数表示)。
1.5 海马细胞膜Glu配体依赖性Ca2+电流的测量在正常培养海马神经细胞的35 mm培养皿中, 弃培养液, 换记录液 (含5-HT 10-5 mol/L或0)。采用膜片箝 (patch clamp)全细胞记录法, 将细胞膜电位箝制在-40 mV, 用100 μmol/L的 Glu喷射到细胞膜上, 测量Ca2+电流。
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记录液成分: NaCl 140 mmol/L、 KCl 5 mmol/L、 HEPES 10 mmol/L、 Glucose 10 μmol/L、 CaCl2 2 mmol/L、 TTX 1 μmol/L、 Gly 10 μmol/L。
电极内液成分(mmol/L): CsCl 140、 HEPES 10、 EGTA 10、 Na2ATP 2。
1.6 数据处理细胞存活率以对照组为100%, 其它实验组与之比较, 用百分数表示。海马脑片PS幅值大小以Glu灌流前5 min内的均值为100%, 其它时间点的PS与之比较, 用百分数表示。数据结果表示为mean±SD, 用柱图或线图表示。 两组数据比较用t检验。
2结果
2.1 5-HT对过量Glu神经兴奋性毒性的影响
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过量的Glu有明显的神经毒性作用。10、 50和100 μmol/L 的Glu作用48 h, 可明显降低海马神经元的存活率 (P<0.01), 且有剂量依赖关系。
当培养液中含有5-HT (10-5 mol/L)时, 同样在过量的Glu作用下, 海马神经元的存活率提高, 其中对100 μmol/L Glu毒性的抑制作用更为明显 (P<0.05)。可见, 一定浓度的5-HT具有抑制Glu的兴奋性毒性作用。
2.2 5-HT对海马脑片过量Glu神经毒性的影响
用含1 mmol/L Glu的ACSF灌流海马脑片, 会使CA1区诱发的PS幅值在2～3 min内迅速下降, 表明Glu对海马生理机能有明显的毒性作用。而当灌流液中含有5-HT (10-5 mol/L)时, 同样在Glu (1 mmol/L)作用下, PS下降会明显减缓。在Glu单独作用下, PS在2～3 min内降到10%以下, 而在5-HT存在时, PS的降低速率延迟, Glu作用约10 min时, PS才降到10%以下, 表明5-HT有明显减缓过量Glu神经毒性的作用。
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2.3 5-HT对海马神经细胞膜上Glu诱导的Ca2+电流的影响
100 μmol/L的Glu在海马神经细胞膜上诱导的内向Ca2+电流为1*#070 pA左右; 当记录液中含有10-5 mol/L的5-HT时, 相同浓度Glu诱导的Ca2+电流则减弱到470 pA左右, 两组数值差异显著 (P<0.01)。可见, 5-HT减弱Glu诱导的Ca2+电流, 可能是5-HT抑制过量Glu神经毒性的机制之一。图4是在海马神经元上诱发的Ca2+电流。
3讨论
神经细胞膜上与Glu结合的主要受体NMDA受体, 是电压-配体双重依赖的受体Ca2+通道, 在细胞膜去极化达一定程度和胞外Glu联合作用下, NMDA受体会被激活, Ca2+通道开放。
已有的研究表明, 糖皮质激素损伤海马神经细胞主要通过两种途径: 降低细胞能量代谢水平和使Glu在胞外大量聚积[9]。分析认为, 由于GCs抑制了海马神经元正常的能量代谢, 使其能量匮乏, 可能会导致神经细胞膜上Na+·K+-ATP酶功能下降, 造成细胞膜去极化[10], 使NMDA受体的激活得到易化; 同时, 在细胞外大量聚积的Glu的共同作用下, 会大量激活神经细胞膜上的NMDA受体, 导致大量的Ca2+内流, 引起胞内Ca2+蓄积、 超载, 最终导致神经细胞损伤[11]。
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研究发现, 应激还会影响海马的5-HT系统。慢性应激会使海马5-HT水平低下, 同时也使5-HT1A受体的功能和水平下降。由于5-HT与5-HT1A受体结合具有保护海马、 益于海马正常功能发挥的作用, 所以, 应激对海马5-HT水平和5-HT受体的改变, 可能会使海马神经元在有害因素作用下易受损性大大增加[7]。
从本研究在正常海马脑片和细胞上的实验结果推测, 5-HT抑制过量Glu神经毒性的作用机制, 可能主要是5-HT结合5-HT1A受体的作用所致。已有研究证实, 5-HT与5-HT1A受体结合会使细胞膜上的K+内流增加, 膜超极化, 从而达到抑制NMDA受体开放, 减弱过量Glu诱导的Ca2+内流的作用[7]。
总之, 本研究通过实验初步得出, 提高5-HT的水平, 具有抑制过量Glu神经细胞毒性, 减缓过量Glu损伤海马机能的作用。虽然该实验只改变了5-HT的含量, 并未涉及5-HT受体的变化, 但仍然得到了阳性的结果。该结果对应激损伤干预措施的提出可能具有一定的借鉴意义。本研究还有待在5-HT受体、 5-HT抑制过量Glu神经毒性机制等方面做更加深入的研究。
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参考文献
[1] Sapolsky RM, Why stress is bad for your brain. Science, 1996, 273:749～750.
[2]Moghaddam B, Bolinao ML, Stein-Behrens B et al. Glucocorticoids mediate the stress-induced extracelluar accumulation of glutamate. Brain Res, 1994, 655:251～254.
[3]Amat J, Matus-Amat P, Watkins LR et al. Escapable and inescapable stress differentially and selectively extracelluar levels of 5-HT in the ventral hippocampus and dorsal periaqueductal gray of the rat. Brain Res, 1998, 797:12～22.
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[4]McEwen BS. Prevention of stress-induced morphological and cognitive consequences. Eur Neuropsychopharmacol, 1997, 7(Suppl 3):323～328.
[5]Scully D. Physical exercise and psychological well being: a critical review. Br J Sports Med, 1998, 32(2):111～120.
[6]Chaouloff F. Effects of acute physical exercise on central serotonergic system. Med Sci Sports Exerc, 1997, 29(1):58～62.
[7]Graeff FG, Guimaraes FS, Telma GCS et al. Role of 5-HT in stress, anxiety, and depression. Pharmacol Biochem Behav, 1996, 54(1):129～141.
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[8]Magaris AM, Deslandes A, McEwen BS. Effect of antidepressants and benzodiazepine treatments on the dendritic structure of CA3 pyramidal neurons after chronic stress. Eur J Pharmacol, 1999, 371(23):113～122.
[9]Reagan LP, McEwen BS. Controversies surrounding glucocorticoid-mediated cell death in the hippocampus. J Chem Neuroanat, 1997, 13(3):149～167.
[10]Ma Q (马 强), Liu W (刘 卫), Wu LY (吴丽颖) et al. Effect of corticosterone on the membrane potential of cultured rat hippocampal neurons in vitro. Chin J Neurosci (中国神经科学杂志), 2000, 16(2):123～125 (Chinese, English abstract).
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[11]Xu CQ (许长庆), Zhang ZM (张宗明), Xia ZL (夏作理) et al. Effects of glutamate on transient outward potassium current of dissociated hippocampal neurons in CA1 sector in rats. Acta Physiol Sin (生理学报), 1999, 51(1):55～59 (Chinese, English abstract).
Received 2000-10-15Accepted 2000-12-15
*Corresponding author. Tel: 022-84655196; E-mail: maqiangw@sina.com, 百拇医药