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编号:10258916
一种新的肠上皮生长调控因子:高血糖素样肽-2
http://www.100md.com 《生理科学进展》 2000年第4期
     作者:朱俊东 粟永萍

    单位:第三军医大学营养卫生学教研室, 重庆 400038

    关键词:高血糖素样肽-2;肠上皮;生长调控

    生理科学进展000409摘要 高血糖素样肽-2(GLP-2)是高血糖素原基因在肠道组织中的特异表达翻译后处理加工产物。它是位于高血糖素原C末端的多肽片段,由33个氨基酸残基组成,具有高度保守性。GLP-2可促进肠上皮隐窝细胞增殖,抑制肠细胞凋亡,引起小肠绒毛增高、肠重量增加。GLP-2可能是通过其受体,主要表达于胃肠道组织的G蛋白偶联受体超家族成员,转导促肠上皮细胞增殖信号的。GLP-2对防治肿瘤放化疗、烧伤、全肠外营养、炎症性肠病等因素引起的肠粘膜损伤可能有潜在的临床应用价值。

    学科分类号 R394.2

    肠上皮是机体内更新最快的组织之一,正常生理状态下肠上皮细胞的增殖和脱落保持动态平衡。业已证实一些多肽生长因子如表皮生长因子(EGF)、转化生长因子α,β(TGF-α,β)、胰岛素样生长因子Ⅰ(insulin-like growth factor Ⅰ, IGF-Ⅰ)等参与了肠上皮生长调控,由这些正、负调节生长因子构成的调控网络,在维持肠上皮的正常生理状态中起着重要作用。自1996年Drucker等[1]首次阐明高血糖素样肽-2(glucagon-like peptide 2,GLP-2)具有促肠生长特性以来,近几年有关GLP-2与肠上皮生长调控的关系研究正日益增多。
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    一、 GLP-2的产生

    GLP-2是高血糖素原基因在肠道组织的特异表达翻译后处理加工产物。 哺乳动物高血糖素原(proglucagon)基因主要由胰岛A细胞和肠道内分泌L细胞表达,但其表达翻译后的处理加工却存在明显的组织特异性。高血糖素原表达分泌后,由组织中的激素原转化酶(prohormone convertases,PCs)进行翻译后处理加工生成一系列的高血糖素原衍生肽(proglucagon-derived peptides,PGDPs)。高血糖素原在胰腺中的翻译后加工主要是由PC2来完成的,其生成的PGDPs主要有高血糖素和MPGF(major proglucagon fragment),而其在肠道组织中的处理加工则主要是由PC1完成,生成的PGDPs主要有GLP-1、GLP-2、glicentin、oxyntomodulin等[2,3](图1)。从GLP-2的产生来源可以看出,它的生物合成与分泌主要受两方面因素调节,其一是高血糖素原的表达分泌水平,其二是肠道组织中PC1的表达量及活性。有关高血糖素原基因的转录调控机制尚未完全阐明,转基因实验结果表明胰腺和肠道组织中高血糖素原基因表达受不同的增强子序列控制,但肠道组织中的特异高血糖素原基因增强子序列目前尚不清楚。胰腺A细胞和肠道内分泌L细胞均可表达转录因子cdx-2/3,调节高血糖素原基因在胰腺和肠道组织中的表达。至于L细胞中是否存在特异调节高血糖素原基因表达的转录因子有待于进一步深入研究。
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    由于肠道内分泌细胞暴露于肠营养物质,推测肠道PGDPs的生物合成与分泌可能受营养因子的调节。有研究表明,禁食可引起肠道组织中高血糖素原基因mRNA表达下降,PGDPs含量降低,而喂饲后高血糖素原基因mRNA表达又增加,PGDPs含量升高。另有研究发现,膳食纤维、短链脂肪酸可刺激肠道高血糖素原基因mRNA表达增加,并升高PGDPs水平。

    图1 高血糖素原和PGDPs的组成

    二、GLP-2的结构特点及其降解

    GLP-2是位于高血糖素原C末端的多肽片段,由33个氨基酸残基构成,哺乳动物GLP-2的氨基酸序列具有高度保守性,人和大鼠、小鼠GLP-2分子的氨基酸序列分别只有一个和两个氨基酸残基不同(图2),提示GLP-2可能具有重要生理意义。
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    图2 人、大鼠、小鼠GLP-2的氨基酸序列,划线部分表示与人GLP-2序列不同的残基

    尽管循环血液和组织中GLP-2的分子形式是以完整的33个氨基酸残基构成形式为主,但GLP-2仍可被二肽酰肽酶Ⅳ(dipeptidylpeptidase Ⅳ,DPPIV)从N端2位Ala(Ala2)残基切除掉2个氨基酸残基产生31个氨基酸残基组成的GLP-2(3-33),导致GLP-2失去生物学活性。如果Ala2由Gly残基取代,则其能抵抗DPPIV的降解作用,体内实验研究表明[Gly2]GLP-2较[Ala2]GLP-2的促肠生长活性更强,提示DPPIV是调节GLP-2生物学活性的重要因素[4]。与GLP-2结构相关的一些多肽,如GLP-1、生长激素释放激素等的氨基酸序列2位残基亦是Ala,它们也能被DPPIV降解,表明Ala2是DPPIV的重要酶切位点。DPPIV的组织分布广泛,其中以肾脏含量最为丰富,其次是肺、皮肤和肠道。慢性肾衰患者血浆中的GLP-2(1-33)含量显著升高,进一步提示DPPIV是降解GLP-2的关键酶。
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    三、 GLP-2与肠上皮生长调控

    体内实验研究资料表明一些多肽激素如神经降压素(neurotensin,NT)、胆囊收缩素(cholecystokinin,CCK)、铃蟾肽(bombesin)对肠上皮生长有促进作用,这些肽类激素由位于肠上皮细胞增殖区隐窝底部并紧邻隐窝干细胞的肠内分泌细胞表达分泌。那么,同样源于内分泌细胞的肠PGDPs是否也具有促肠生长作用呢?早期研究发现两例高血糖素瘤患者的小肠绒毛明显增生肥大,而切除肿瘤后小肠粘膜的异常形态又可得到逆转,提示高血糖素瘤导致PGDPs的过量产生与肠粘膜增生有关。随后又有一些研究证实,手术切除部分肠段或实验性肠损伤引起肠组织发生适应性变化的同时,伴有肠高血糖素原mRNA表达增加,PGDPs含量升高。这些研究资料表明,PGDPs与肠上皮生长调控之间确实存在着密切联系。为了进一步明确PGDPs调控肠上皮生长的成分,Drucker等分别观察了人工合成的GLP-1、GLP-2、glicentin等肠PGDPs成分对肠上皮生长的影响。结果显示GLP-2具有明显的促肠生长作用,而GLP-1没有作用,glicentin的作用很小,提示GLP-2是PGDPs促进肠上皮生长的主要成分。随后,Tsai等[5]研究发现GLP-2明显促进肠隐窝细胞增殖,抑制肠细胞凋亡,并引起肠绒毛高度、肠重量增加,但GLP-2对小鼠的摄食量并无影响,此外GLP-2的促肠生长作用是可逆的,一旦停止给药,肠绒毛高度、肠重量又恢复到正常,他们认为GLP-2的促肠生长作用主要与其对肠上皮细胞的直接作用有关。Fischer等[6]对实验性糖尿病大鼠肠粘膜增生与GLP-2的关系进行了研究,结果显示糖尿病大鼠肠绒毛高度、隐窝深度及肠重量均显著增加,同时肠组织和血浆中GLP-2含量显著升高,而糖尿病大鼠经胰岛素治疗后,GLP-2含量降低,肠粘膜恢复正常,表明糖尿病大鼠的肠粘膜增生现象与GLP-2的作用有关。此外,Litvak等[7]还对GLP-2和已知的肠营养因子NT的促肠生长作用进行了比较研究,结果显示GLP-2促进肠重量和蛋白含量增加的作用强于NT,而两者促进小肠DNA含量增加的作用无显著差别,提示GLP-2的促肠生长作用等同或强于NT的作用。
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    虽然GLP-2的促肠生长特性已得到证实,但其促进肠上皮细胞增殖的分子机制仍不清楚。最近Munroe等[8]成功地克隆了人和大鼠的GLP-2受体(GLP-2R)基因,人GLP-2R基因位于染色体17p13.3。GLP-2R为G蛋白偶联受体超家族成员,主要表达于胃肠道,与高血糖素和GLP-1受体结构密切相关,但GLP-2R只对GLP-2有反应,对GLP-1及其相关肽无反应,推测GLP-2的促肠生长作用是通过其特异受体的信号转导途径实现的。GLP-2R信号转导的详细过程尚待进一步阐明。

    四、 GLP-2的临床应用前景

    肿瘤放化疗、烧伤、全肠外营养、炎症性肠病等均可导致肠粘膜损伤,由于肠粘膜既是机体吸收营养物质的重要组织,又是机体防止内源性感染的重要屏障,因此防治肠粘膜损伤具有重要临床意义。虽然在GLP-2 的促肠生长作用阐明之前已发现EGF、TGF-α、IGF-Ⅰ等具有肠营养作用,但在防治肠粘膜损伤的临床方面这些生长因子并未得到实际应用,其主要原因是因为这些因子的作用并不是肠道组织特异的,它们对肠道外其它组织细胞的作用是否会导致不良反应值得慎重考虑。目前的研究资料表明GLP-2主要促进肠上皮细胞增殖,对其它的一些重要器官组织如心、肝、肾细胞增殖无影响,长时间应用GLP-2处理亦未见这些组织发生病理改变,且GLP-2R主要表达于肠道,提示GLP-2可能是相对特异的肠上皮生长调控因子,故在肠粘膜损伤治疗方面GLP-2比其它的生长因子更有实际应用意义。目前Chance等[9]已经证实了GLP-2对全肠外营养引起的肠粘膜萎缩具有明显保护作用。今后应进一步开展GLP-2防治其它因素引起的肠粘膜损伤的动物模型研究,并深入探讨GLP-2的作用机制,以期为GLP-2进入临床应用提供理论依据。
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    参考文献

    1,Drucker DJ,Ehrlich P,Asa SL,et al. Induction of intestinal epithelial proliferation by glucagon- like peptide 2. Proc Natl Acad Sci USA, 1996,93∶7911~7916.

    2,Rouille Y, Bianchi M,Irminger JC,et al. Role of the prohormone convertase PC2 in the processing of proglucagon to glucagon. FEBS Lett, 1997,413∶119~123.

    3,Dhanvantari S,Brubaker PL. Proglucagon processing in an islet cell line:effects of PC1 overexpression and PC2 depletion. Endocrinology, 1998,139∶1630~1637.
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    4,Brubaker PL,Crivici A,Izzo A,et al. Circulating and tissue forms of the intestinal growth factor,glucagon-like peptide 2. Endocrinology, 1997,138∶4837~4843.

    5,Tsai CH,Hill M,Asa SL,et al. Intestinal growth-promoting properties of glucagon-like peptide 2 in mice. Am J Physiol, 1997,273∶E77~E84.

    6,Fischer KD,Dhanvantari S,Drucker DJ,et al. Intestinal growth is associated with elevated levels of glucagon-like peptide 2 in diabetic rats. Am J Physiol, 1997,273∶E815~820.
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    7,Litvak DA,Hellmich MR,Evers BM,et al. Glucagon-like peptide 2 is a potent growth factor for small intestine and colon. J Gastrointest Surg, 1998,2∶146~150.

    8,Munroe DG,Gupta AK,Kooshesh F,et al. Prototypic G protein-coupled receptor for the intestinotrophic factor glucagon-like peptide 2. Proc Natl Acad Sci USA, 1999,96∶1569~1573.

    9,Chance WT,Foley-Nelson T,Thomas I,et al. Prevention of parenteral nutrition-induced gut hypoplasia by coinfusion of glucagon-like peptide 2. Am J Physiol, 1997,273∶G559~G563., http://www.100md.com