血管内皮生长因子与妊高征发病的关系
作者：程忠平 林其德
单位：程忠平 林其德 上海第二医科大学附属仁济医院妇产科 200001
关键词：
中华妇产科杂志990718 血管生发(angiogenesis )和血管化(vascu larization)在创伤愈合、肿瘤生长和转移、胚胎发育等多种生理和病理过程中具有重要作用。一些多肽生长因子，如碱性纤维细胞生长因子(bFGF)、表皮生长因子(EGF)、血小板衍生生长因子(PDGF)、转化生长因子-β(TGF-β)等在血管内皮细胞分化、增生、迁移和浸润中的作用已得到人们的共识[1]。近年来，随着分子生物学基础研究的深入，发现血管内皮生长因子(vascular endothelial growth factor, VEGF)及其家族成员在血管生发过程中起重要作用。现已证明，在正妊娠过程中胎盘蜕膜局部存在丰富的VEGF及其受体的表达，他们是构建胎盘、蜕膜血管网络生长发育的关键因素。进一步的研究还发现，胎盘、蜕膜局部VEGF表达异常，与妊高征的发病密切相关。
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一、VEGF的结构和功能
1.分子结构：VEGF是一种糖蛋白，蛋白质结构具有高度的保守性，其糖蛋白单体以二硫键结合形成同型二聚体才具有生物学活性。VEGF的分子质量在34 000～45 000之间。人类VEGF基因位于6号染色体的p12～p21区，基因全长为28 kb，由7个内含子和8个外显子组成。基因转录的mRNA以不同方式剪切形成4种VEGF异构体，其氨基酸数分别为121、165、 189和206。 VEGF 121由1～5号及8号外显子编码，VEGF 165另加7号外显子编码，VEGF 189由1～8号外显子编码，VEGF 206外加一段插入序列(24个氨基酸)[2,3]。在体内，VEGF 121以可溶性形式存在，而VEGF 189和VEGF 206呈基质结合状态，VEGF 165介于两者之间。这4种异构体具有相似的VEGF生物学活性，其中VEGF 165在体内的表达最为丰富[3]。
新近又克隆出VEGF家族的其他3个成员：胎盘生长因子(placental growth factor,PLGF)、VEGF-B、VEGF-C。编码PLGF的基因位于14号染色体q24～q31区，其碱基序列与VEGF基因有高度的同源性，53%的蛋白质氨基酸组成与VEGF相同，分子质量为46 000～50 000，生物学活性也与VEGF相似，PLGF也有一段插入序列(21个氨基酸)，故在人体内也有两种异构体：PLGF 131和PLGF 152[2,4]。人类VEGF-B基因位于11号染色体的q13区，全长约 4kb，含有7个外显子，由188个氨基酸组成， 分子质量为42 000～60 000。小鼠VEGF-B的蛋白质氨基酸约有43%与VEGF相同，并有30%与人类PLGF相同[5]。人类VEGF-C的基因位于染色体的4q34区，基因全长为2.4 kb，分子质量为448 000，其中22%～27%的蛋白质氨基酸与 VEGF、VEGF-B和 PLGF相同[6]。
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2.生物学功能：VEGF通过与血管内皮细胞表面特异性受体结合发挥生物学效应。其主要的生物学功能是促进新生血管形成和增加血管通透性。目前，已检出3种特异性的VEGF受体，它们均为III型酪氨酸激酶受体，VEGFR-1是一种fms样酪氨酸激酶-1(fms-like tyros- ine kinase-1, Flt-1)；VEGFR-2是一种含有激酶插入区的受体(kinase insert domain containing recepter, KDR)，也称胎肝激酶-1受体(fetal liver kinase-1, Flk-1)；VEGFR-3也是一种fms样酪氨酸激酶-4(Flt-4)[3]。现已证明，VEGF与受体结合后可以迅速增加细胞内Ca2+水平，通过磷酸肌醇特异性磷酸脂酶C途径，使细胞内IP3水平升高，传导细胞内信号，最终完成生物学效应[3]。然而，VEGF与不同类型受体结合后所产生的生物学效应有所差异。与KDR结合后主要表现为化学趋化和细胞促分裂作用，引起内皮细胞分裂、增殖和迁移，提示VEGF经KDR受体介导主要调控新生血管的形成。VEGF与Flt-1结合后，促细胞分裂和增殖的作用并不明显，而主要是调节内皮细胞间及内皮细胞与基质间的相互作用，表现出明显的血管腔化作用和增加血管的通透性[1,3]。
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有人对VEGF诱导内皮细胞迁移和血管生发的机制作了深入的研究，发现，VEGF可以诱导内皮细胞表达整合素(integrins)ανβ3、ανβ5及其配体，以此介导内皮细胞迁移和浸润[1,7]。另外，还有作者发现，VEGF可以诱导内皮细胞分泌多种组织蛋白酶，主要是尿型和组织型纤维蛋白溶酶原(uPA/tPA)、胶原蛋白酶及组织因子等，以此降解细胞外基质，介导内皮细胞迁移和浸润，诱导新生血管形成[1,8]。VEGF通过复杂的分子机理维持血管通透性。Qu等[9]通过超微免疫组化定位发现，VEGF能与内皮细胞内的囊泡小体结合，在细胞膜上形成一些允许生物大分子通过的“小孔”，促进生物分子的跨膜转运，以此增加血管通透性。Ziche等[10]进行了一项体外实验，发现VEGF的生物活性可以被一氧化氮合酶(NOS)抑制剂以及鸟苷酸环化酶抑制剂所阻断，这一结果提示，VEGF的某些生物学效应可能通过一氧化氮(NO)介导。Murohara等[11]则比较了VEGF和其他生长因子(bFGF、aFGF、PDGF、TGF-β、GM-CSF)对血管通透性的影响，结果发现只有VEGF能够增加血管通透性，并进一步证明VEGF是通过促进血管内皮细胞NO和前列环素的合成，而发挥这一生物学效应的。
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PLGF与Flt-1有高度的亲和力，但并不与KDR结合，生物学效应主要表现为促进血管的通透性。但是，Ziche等[4]最近发现PLGF-1经Flt-1介导，对牛冠状动脉及人脐静脉内皮细胞也具有趋化和促分裂作用。VEGF-C主要与Flt-4结合，促进内皮细胞增生，对淋巴管内皮细胞的作用尤其明显，这在炎性病理过程中具有重要意义[6,12]。
二、VEGF分泌的调节
1.缺氧调节：缺氧是促进VEGF分泌的重要因素。Cao等[13]选择了能够表达VEGF的人类绒毛膜癌细胞株及肝癌细胞株作体外缺氧诱导实验，发现癌细胞在2%的低氧环境下培养18小时，VEGF mRNA的表达显著升高，培养液经酶联免疫吸附实验(ELISA)测定，VEGF水平较氧浓度为21%的对照组升高4倍。在体实验也发现，缺氧、贫血情况下能促进心肌、脑、肾等组织器官VEGF的表达。基因分析显示，VEGF基因3′-末端ployA加尾点下游60 bp处有一段长约160bp的增强子序列，其中12 bp序列与红细胞生成素缺氧反应增强子序列有高度的同源性[14]。这是否是缺氧诱导VEGF分泌增加的基因基础，尚待进一步研究。
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2.促性腺激素调节：在动物和人类性周期中，卵巢和子宫内膜局部均存在血管生发事件，而且均见有VEGF表达。为了揭示促性腺激素与VEGF表达之间的关系，Christenson等[15]对猕猴进行了体内和体外实验，结果发现，人类重组hCG、FSH、LH能够明显促进排卵前期和黄体期的卵泡颗粒细胞的VEGF表达。说明VEGF参与卵泡生长发育及黄体形成过程，这一点在生殖周期中具有重要意义。目前，促性腺激素调控VEGF表达的确切机制还不十分清楚。
3.炎性细胞因子调节：Ristimaki等[12]通过体外实验证明，对于人纤维母细胞，IL-1β能够在转录水平上促进VEGF-C mRNA的表达。并呈剂量-时间依赖关系；对于人脐静脉内皮细胞，IL-1β能同时促进VEGF-C和KDR mRNA的表达。此外，TNF-α和IL-1α均能促进VEGF-C mRNA的表达。这一结果提示，VEGF参与了炎性病理过程。
4.肝素调节：肝素对VEGF的调节主要是在VEGF的效应水平上。体外实验发现，肝素酶可以阻断VEGF与其受体的结合，而加入外源性肝素则可以恢复其结合。在VEGF的4种异构体中，以VEGF 189和VEGF 206与肝素的亲和力最强，VEGF 165次之，VEGF 121与肝素几无亲和力。但有实验证明，VEGF 121的生物学效应仍需依赖细胞表面肝素结合蛋白的存在。
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三、胎盘蜕膜部位VEGF的表达和作用
胎儿、胎盘及子宫蜕膜血管的生长发育是胚胎生长发育、妊娠成功的关键。随着对VEGF生理和病理作用机制研究的深入，人们已经认识到VEGF及其受体在胎盘蜕膜血管网络构建过程中的重要性。Shirashi等[16]采用免疫组化法对56例不同孕龄(6～41周)胎盘的VEGF表达情况进行了定位和定量研究，发现在妊娠全过程中，胎盘合体滋养细胞和浸润性绒毛膜滋养细胞均有VEGF表达，其中早孕期的合体滋养细胞呈强阳性，尤其是血管芽部位；此外，早孕期绒毛介质细胞和蜕膜细胞也见有VEGF表达。作者还通过对VEGF阳性染色细胞和终末绒毛毛细血管面积分析，发现随着妊娠的进程VEGF表达增加，到孕16周左右达到高峰，之后表达逐渐下降。这与胎盘生理发育的时间相吻合，说明在胎盘生长发育过程中VEGF具有重要的生理调节作用。Vuorela等[17]则采用原位杂交技术，在基因表达水平上证实了妊娠晚期胎盘绒毛基质和绒毛滋养细胞存在VEGF mRNA的表达。
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为了进一步揭示胎盘蜕膜部位VEGF和PLGF的来源和作用机理，Shore等[18]从足月妊娠胎盘中分离出细胞滋养细胞，体外培养分化形成合体滋养细胞，实验发现，原代细胞滋养细胞和体外合体化的滋养细胞均可表达VEGF和PLGF；滋养细胞在1%的低氧环境下培养24小时，VEGF mRNA表达显著升高，较氧浓度为21%的对照组高8倍，而PLGF则较对照组低73%；可见VEGF和PLGF对缺氧的反应存在明显的差异，其中生理意义尚待进一步研究。此外，原代细胞滋养细胞和体外合体滋养细胞还能表达Flt-1，但是未见KDR的表达，如果用人类重组VEGF处理，滋养细胞内可以检测到 c-jun N-末端激酶(jnk)的活性，提示滋养细胞源VEGF和PLGF可以与其自身Flt-1结合，发挥生理作用。这与Ahemd等[19]的研究结果相似，他们也发现滋养细胞以及绒毛介质细胞可以同时表达VEGF和Flt-1。上述结果提示：滋养细胞分泌的VEGF可以通过自分泌和旁分泌机理，介导自身分化、迁移和浸润，促进胎盘蜕膜部位血管生长发育和维持胎盘血管的通透性。
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Vuckovic等[20]研究了胎盘蜕膜部位KDR的表达情况，发现早孕期胎盘蜕膜局部血管内皮细胞和绒毛介质细胞存在丰富的KDR表达，尤见于滋养细胞增生活跃的间质部位，而滋养细胞本身则无KDR表达；晚孕期胎盘蜕膜部位也见有KDR表达，但是免疫组化显色强度较早孕期弱。说明胎盘蜕膜部位KDR表达是随妊娠的进程而减弱，这与早孕期胎盘蜕膜部位血管生发和血管化活跃的生理现象相吻合。上述结果提示VEGF以旁分泌方式，经KDR介导促进胎盘蜕膜局部血管网络的生长发育。
四、VEGF与妊高征发病的相关性研究
随着对妊高征发病机理研究的深入，人们已经发现全身血管内皮细胞广泛损伤、胎盘蜕膜部位血管发育不良是妊高征的基本病理改变。目前，血管内皮细胞损伤的机理尚未完全阐明，现有的研究结果提示，免疫介导的滋养细胞浸润不足可能是一个关键因素。由于滋养细胞对子宫螺旋动脉浸润不足，影响妊娠生理性胎盘床血管重铸，造成胎儿胎盘单位缺血缺氧，产生和释放大量的“毒性因子”，进而引起广泛的血管内皮细胞损伤。鉴于VEGF的生理和病理作用，有作者推测，胎盘蜕膜部位VEGF表达异常可能与妊高征的发病有关。
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1995年，美国学者Baker等[21]首先报道了VEGF与妊高征的关系，他们发现妊高征患者外周血VEGF水平升高，并认为这是由于胎盘循环缺氧调节的结果。然而，Layll等[22]同样用ELISA方法研究，却发现分娩前妊高征组VEGF水平显著低于正常妊娠组，分娩后两组间则无显著性差异。这一结果似乎与妊高征胎盘循环缺氧的经典学说相矛盾。虽然，VEGF主要是在胎盘蜕膜局部发挥生理效应，外周血水平因受多种因素影响，难以确切反映妊高征患者的真实情况；但是根据上述结果可以认为，VEGF与妊高征发病可能存在相关性，有必要深入研究。
为了进一步揭示VEGF与妊高征发病之关系，Lyall等[23]作了深入的研究，他们发现妊高征组脐静脉血VEGF水平为50.23 ng/L，正常妊娠组为112.46 ng/L，两者虽然无统计学差异，但是妊高征组呈降低趋势。经免疫组化分析，妊高征组胎盘合体滋养细胞VEGF显色强度显著低于正常妊娠组。结果提示，妊高征患者胎盘蜕膜局部VEGF表达下调。同年，Cooper等[24]从基因转录水平上证明，妊高征患者胎盘蜕膜局部VEGF mRNA表达较正常妊娠者显著下降；而且，VEGF mRNA表达水平随妊娠的进程显著下降。上述资料说明，胎盘蜕膜部位VEGF下调可能与妊高征发病相关。但是，VEGF下调是否为妊高征的原发因素之一尚待研究。
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Ahemd等[25]的一项实验表明，VEGF还可以通过NO途径影响胎盘蜕膜血管的生发功能。他们在体外细胞培养实验发现，人类重组VEGF165能够激活早孕期滋养细胞NOS，促进NO合成，这一效应还表现出显著的剂量-时间依赖关系；滋养细胞在10 ng/ml浓度的VEGF165环境下培养30分钟，即可使NO浓度升高近1倍，这种效应又可以被VEGF和Flt-1单克隆抗体阻断，而不被KDR单抗阻断。有意义的是，作者还发现高浓度的硝普钠(NO供体)能对滋养细胞产生明显的增殖抑制作用，而Flt-1单抗则有明显的促增殖作用(增强3倍)。上述结果显示，胎盘蜕膜部位VEGF的生物学效应存在复杂的分子机理，可以推测VEGF与Flt-1结合可以激活NOS，促进NO合成，起着增强滋养细胞增殖、浸润和维持血管生理功能的作用。如果VEGF分泌不足，则可影响局部NO合成，导致内皮细胞损伤。这与妊高征患者胎盘蜕膜局部NO合成不足的病理机理相吻合。然而，如果胎盘蜕膜部位存在高水平的NO或Flt-1过度活化，又可以通过局部负反馈机制，抑制滋养细胞增殖和浸润。通过这一机制，VEGF有序地调节胎盘蜕膜部位血管的生长发育。
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综上所述，胎盘蜕膜部位VEGF的合成、分泌与正常妊娠生理有着十分密切的关系，而局部VEGF下降，可以直接抑制局部血管的生长发育，导致妊高征的发生，其间涉及复杂的分子调控机理。目前，国外在这一领域的研究方兴未艾，国内同行尚未见有相关报道。可以相信，进一步揭示胎盘蜕膜部位VEGF家族及其受体的表达和调控机理，必然有助于对妊高征发病机理的认识，并为妊高征的防治提供新的途径。
参考文献
1 Carmeliet P, Collen D. Molecular analysis of blood vessel formation and disease. Am J Physiol, 1997, 237: H2091-2104.
2 Mattei MG, Brog JP, Rosnet O, et al. Assignment of vascular endothelial growth factor (VEGF) and placenta growth factor (PLGF) genes to human chromosome 6p12-6p21 and 14q24-14q31 regions, respectively. Genmics, 1996, 32: 168-169.
, 百拇医药
3 Ferara N, Smyth TD. The biology of vascular endotheilial growth factor. Endocrine Rev 1997, 18: 4-25.
4 Ziche M, Maglione D, Ribatti D, et al. Placenta growth factor-1 is chemotactic, mitogenic, and angiogenic. Lab Invest, 1997, 76: 517-531.
5 Olofsson B, Pajusola K, Kaipainen A, et al. Vascular endothelial growth factor-B, a novel growth factor for endothelial cells. Proc Natl Sci USA, 1996, 93: 2576-2581.
, 百拇医药
6 Joukov, V, Palusola K, Kaipainen A, et al. A novel vascular endothelial growth factor, VEGF-C, is a ligant for Flt-4 (VEGFR-3) and KDR (VEGFR-2) receptor tryosine kinases. EMBO J, 1996, 15: 290-298.
7 Senger DR, Ledbetter SR, Claffey KP, et al. Stimulation of endothelial cell migration by vascular permeabiliti factor/vascular endothe- lial growth factor through cooperative mechanisms involving the ανβ 3 integrin, osteopontin, and thrombin. Am J Pathol 1996, 149: 293-305.
, http://www.100md.com
8 Arispe MLL, Dvorak HF. Angiogenesis: a dynamic balance of stimulators and inhibitors. Thromb Haemo, 1997, 78: 672-677.
9 Qu H, Nagy JA, Senger DR, et al. Ultr- astructural localization of vascular perme- ability factor/vascular endothelial growyh factor (VPF/VEGF) to the abluminal plasma membrane and vesi culovascuolar organelles of tumor microvascular endothelium. J Histochem Cytochem, 1995, 43: 381-389.
10 Ziche M, Morbidell L, Choudhuri R, et al. Nitric oxide synthase lies downstream from vascular endothelial growth factor-induced but not basic fibroblast growth factor-induced angiogenesis. J Clin Invest, 1997, 99: 2625-2634.
, http://www.100md.com
11 Murohara T, Horowitz JR, Sliver M, et al. Vascular endothelial growth factor / vascular permeability factor enhances vascular perme- ability via nitric oxide and prostacyclin. Circulation, 1998, 97: 99-107.
12 Ristimaki A, Narko K, Enholm B, et al. Proinflammatory cytokines regulate expression of the lymphatic endothelial mitogen vascular endothelial growth factor-C. J Biol Chem, 1997, 273: 8413-8418.
13 Cao Y, Linden P, Shima D, et al. In vivo angiogenic activity and hypoxia induction of heterodimers of placenta groeth factor/vascular endothelial growth factor. J Clin Invest, 1996, 98: 2507-2511.
, 百拇医药
14 Carmeliet P, Ferreira V, Breier G, et al. Abnormal blood vessel development and lethality in embryos lacking a single VEGF allele. Nature, 1996, 380: 435-439.
15 Christenson LK, Stouffer RL. Follicle stimulating hormone and luteinizing hormone chorionic gonadotropin stimulation of vascular endothelial growth factor production by mac- aque granulosa cells from pre-and periovulatory follicles. J Clin Endocrinol Metab, 1997, 82: 2135-2142.
, http://www.100md.com
16 Shirashi S, Nakagawa K, Kinukawa N, et al. Immunohistochemical localization of vascular endothelial growth factor in the human placenta. Placenta, 1996, 17: 111-121.
17 Vuorela P, Hatva E, Lymboussaki A, et al. Expression of vascular endothelial growth factor and placenta growth factor in human placenta. Biol Reprod, 1997, 56: 489-494.
18 Shore VH, Wang TH, Wang CL, et al. Vascular endothelial growth factor, Placenta growth factor and their receptors in islated human trophoblast. Placenta, 1997, 18: 657-665.
, 百拇医药
19 Ahemd A, Li XF, Dunk C, et al. Coloca- lisation of vascular endothelial growth factor and its Flt-1 receptor in human placenta. Growth Factor, 1997, 12: 235-243.
20 Vuckovic M, Ponting J, Terman BI, et al. Expression of the vascular endothelial growth factor receptor, KDR, in human placenta. J Anat, 1996, 188: 361-368.
21 Baker PN, Krasnow J, Roberts JM, et al. Elevates serum levels of vascular endothelial growth factor in patients with preeclampsia. Obstet Gynecol, 1995, 86: 815-821.
, http://www.100md.com
22 Layll F, Greer IA, Boswell F, et al. Supp- ression of serum vascular endothelial growth factor immunoreactivity in normal pregnancy and in pre-eclampsia. Br J Obstet Gynecol, 1997, 104: 223-228.
23 Lyall F, Young A, Boswell F, et al. Placental expression of vascular endothelial growth factor in placentae from pregnancies complicated by pre-eclampsia and intrauterine growth restr- iction does not support placental hypoxia at delivery. Placenta, 1997, 18: 269-276.
, 百拇医药
24 Cooper JC, Sharkey AM, Jones DSC, et al. Vegf mRNA levels in placentae from pregnancies comlicated by pre-eclampsia. Br J Obstet Gynaecol, 1996, 103: 1191-1196.
25 Ahemd A, Dunk C, Kniss D, et al. Role of VEGF receptor-1(Flt-1) in mediating calcium- dependent nitic oxide release and limiting DNA synthesis in human trophoblast cells. Lab Invest, 1997, 76: 778-791.
(收稿：1998-11-14 修回：1999-01-28), 百拇医药
单位：程忠平 林其德 上海第二医科大学附属仁济医院妇产科 200001
关键词：
中华妇产科杂志990718 血管生发(angiogenesis )和血管化(vascu larization)在创伤愈合、肿瘤生长和转移、胚胎发育等多种生理和病理过程中具有重要作用。一些多肽生长因子，如碱性纤维细胞生长因子(bFGF)、表皮生长因子(EGF)、血小板衍生生长因子(PDGF)、转化生长因子-β(TGF-β)等在血管内皮细胞分化、增生、迁移和浸润中的作用已得到人们的共识[1]。近年来，随着分子生物学基础研究的深入，发现血管内皮生长因子(vascular endothelial growth factor, VEGF)及其家族成员在血管生发过程中起重要作用。现已证明，在正妊娠过程中胎盘蜕膜局部存在丰富的VEGF及其受体的表达，他们是构建胎盘、蜕膜血管网络生长发育的关键因素。进一步的研究还发现，胎盘、蜕膜局部VEGF表达异常，与妊高征的发病密切相关。
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一、VEGF的结构和功能
1.分子结构：VEGF是一种糖蛋白，蛋白质结构具有高度的保守性，其糖蛋白单体以二硫键结合形成同型二聚体才具有生物学活性。VEGF的分子质量在34 000～45 000之间。人类VEGF基因位于6号染色体的p12～p21区，基因全长为28 kb，由7个内含子和8个外显子组成。基因转录的mRNA以不同方式剪切形成4种VEGF异构体，其氨基酸数分别为121、165、 189和206。 VEGF 121由1～5号及8号外显子编码，VEGF 165另加7号外显子编码，VEGF 189由1～8号外显子编码，VEGF 206外加一段插入序列(24个氨基酸)[2,3]。在体内，VEGF 121以可溶性形式存在，而VEGF 189和VEGF 206呈基质结合状态，VEGF 165介于两者之间。这4种异构体具有相似的VEGF生物学活性，其中VEGF 165在体内的表达最为丰富[3]。
新近又克隆出VEGF家族的其他3个成员：胎盘生长因子(placental growth factor,PLGF)、VEGF-B、VEGF-C。编码PLGF的基因位于14号染色体q24～q31区，其碱基序列与VEGF基因有高度的同源性，53%的蛋白质氨基酸组成与VEGF相同，分子质量为46 000～50 000，生物学活性也与VEGF相似，PLGF也有一段插入序列(21个氨基酸)，故在人体内也有两种异构体：PLGF 131和PLGF 152[2,4]。人类VEGF-B基因位于11号染色体的q13区，全长约 4kb，含有7个外显子，由188个氨基酸组成， 分子质量为42 000～60 000。小鼠VEGF-B的蛋白质氨基酸约有43%与VEGF相同，并有30%与人类PLGF相同[5]。人类VEGF-C的基因位于染色体的4q34区，基因全长为2.4 kb，分子质量为448 000，其中22%～27%的蛋白质氨基酸与 VEGF、VEGF-B和 PLGF相同[6]。
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2.生物学功能：VEGF通过与血管内皮细胞表面特异性受体结合发挥生物学效应。其主要的生物学功能是促进新生血管形成和增加血管通透性。目前，已检出3种特异性的VEGF受体，它们均为III型酪氨酸激酶受体，VEGFR-1是一种fms样酪氨酸激酶-1(fms-like tyros- ine kinase-1, Flt-1)；VEGFR-2是一种含有激酶插入区的受体(kinase insert domain containing recepter, KDR)，也称胎肝激酶-1受体(fetal liver kinase-1, Flk-1)；VEGFR-3也是一种fms样酪氨酸激酶-4(Flt-4)[3]。现已证明，VEGF与受体结合后可以迅速增加细胞内Ca2+水平，通过磷酸肌醇特异性磷酸脂酶C途径，使细胞内IP3水平升高，传导细胞内信号，最终完成生物学效应[3]。然而，VEGF与不同类型受体结合后所产生的生物学效应有所差异。与KDR结合后主要表现为化学趋化和细胞促分裂作用，引起内皮细胞分裂、增殖和迁移，提示VEGF经KDR受体介导主要调控新生血管的形成。VEGF与Flt-1结合后，促细胞分裂和增殖的作用并不明显，而主要是调节内皮细胞间及内皮细胞与基质间的相互作用，表现出明显的血管腔化作用和增加血管的通透性[1,3]。
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有人对VEGF诱导内皮细胞迁移和血管生发的机制作了深入的研究，发现，VEGF可以诱导内皮细胞表达整合素(integrins)ανβ3、ανβ5及其配体，以此介导内皮细胞迁移和浸润[1,7]。另外，还有作者发现，VEGF可以诱导内皮细胞分泌多种组织蛋白酶，主要是尿型和组织型纤维蛋白溶酶原(uPA/tPA)、胶原蛋白酶及组织因子等，以此降解细胞外基质，介导内皮细胞迁移和浸润，诱导新生血管形成[1,8]。VEGF通过复杂的分子机理维持血管通透性。Qu等[9]通过超微免疫组化定位发现，VEGF能与内皮细胞内的囊泡小体结合，在细胞膜上形成一些允许生物大分子通过的“小孔”，促进生物分子的跨膜转运，以此增加血管通透性。Ziche等[10]进行了一项体外实验，发现VEGF的生物活性可以被一氧化氮合酶(NOS)抑制剂以及鸟苷酸环化酶抑制剂所阻断，这一结果提示，VEGF的某些生物学效应可能通过一氧化氮(NO)介导。Murohara等[11]则比较了VEGF和其他生长因子(bFGF、aFGF、PDGF、TGF-β、GM-CSF)对血管通透性的影响，结果发现只有VEGF能够增加血管通透性，并进一步证明VEGF是通过促进血管内皮细胞NO和前列环素的合成，而发挥这一生物学效应的。
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PLGF与Flt-1有高度的亲和力，但并不与KDR结合，生物学效应主要表现为促进血管的通透性。但是，Ziche等[4]最近发现PLGF-1经Flt-1介导，对牛冠状动脉及人脐静脉内皮细胞也具有趋化和促分裂作用。VEGF-C主要与Flt-4结合，促进内皮细胞增生，对淋巴管内皮细胞的作用尤其明显，这在炎性病理过程中具有重要意义[6,12]。
二、VEGF分泌的调节
1.缺氧调节：缺氧是促进VEGF分泌的重要因素。Cao等[13]选择了能够表达VEGF的人类绒毛膜癌细胞株及肝癌细胞株作体外缺氧诱导实验，发现癌细胞在2%的低氧环境下培养18小时，VEGF mRNA的表达显著升高，培养液经酶联免疫吸附实验(ELISA)测定，VEGF水平较氧浓度为21%的对照组升高4倍。在体实验也发现，缺氧、贫血情况下能促进心肌、脑、肾等组织器官VEGF的表达。基因分析显示，VEGF基因3′-末端ployA加尾点下游60 bp处有一段长约160bp的增强子序列，其中12 bp序列与红细胞生成素缺氧反应增强子序列有高度的同源性[14]。这是否是缺氧诱导VEGF分泌增加的基因基础，尚待进一步研究。
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2.促性腺激素调节：在动物和人类性周期中，卵巢和子宫内膜局部均存在血管生发事件，而且均见有VEGF表达。为了揭示促性腺激素与VEGF表达之间的关系，Christenson等[15]对猕猴进行了体内和体外实验，结果发现，人类重组hCG、FSH、LH能够明显促进排卵前期和黄体期的卵泡颗粒细胞的VEGF表达。说明VEGF参与卵泡生长发育及黄体形成过程，这一点在生殖周期中具有重要意义。目前，促性腺激素调控VEGF表达的确切机制还不十分清楚。
3.炎性细胞因子调节：Ristimaki等[12]通过体外实验证明，对于人纤维母细胞，IL-1β能够在转录水平上促进VEGF-C mRNA的表达。并呈剂量-时间依赖关系；对于人脐静脉内皮细胞，IL-1β能同时促进VEGF-C和KDR mRNA的表达。此外，TNF-α和IL-1α均能促进VEGF-C mRNA的表达。这一结果提示，VEGF参与了炎性病理过程。
4.肝素调节：肝素对VEGF的调节主要是在VEGF的效应水平上。体外实验发现，肝素酶可以阻断VEGF与其受体的结合，而加入外源性肝素则可以恢复其结合。在VEGF的4种异构体中，以VEGF 189和VEGF 206与肝素的亲和力最强，VEGF 165次之，VEGF 121与肝素几无亲和力。但有实验证明，VEGF 121的生物学效应仍需依赖细胞表面肝素结合蛋白的存在。
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三、胎盘蜕膜部位VEGF的表达和作用
胎儿、胎盘及子宫蜕膜血管的生长发育是胚胎生长发育、妊娠成功的关键。随着对VEGF生理和病理作用机制研究的深入，人们已经认识到VEGF及其受体在胎盘蜕膜血管网络构建过程中的重要性。Shirashi等[16]采用免疫组化法对56例不同孕龄(6～41周)胎盘的VEGF表达情况进行了定位和定量研究，发现在妊娠全过程中，胎盘合体滋养细胞和浸润性绒毛膜滋养细胞均有VEGF表达，其中早孕期的合体滋养细胞呈强阳性，尤其是血管芽部位；此外，早孕期绒毛介质细胞和蜕膜细胞也见有VEGF表达。作者还通过对VEGF阳性染色细胞和终末绒毛毛细血管面积分析，发现随着妊娠的进程VEGF表达增加，到孕16周左右达到高峰，之后表达逐渐下降。这与胎盘生理发育的时间相吻合，说明在胎盘生长发育过程中VEGF具有重要的生理调节作用。Vuorela等[17]则采用原位杂交技术，在基因表达水平上证实了妊娠晚期胎盘绒毛基质和绒毛滋养细胞存在VEGF mRNA的表达。
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为了进一步揭示胎盘蜕膜部位VEGF和PLGF的来源和作用机理，Shore等[18]从足月妊娠胎盘中分离出细胞滋养细胞，体外培养分化形成合体滋养细胞，实验发现，原代细胞滋养细胞和体外合体化的滋养细胞均可表达VEGF和PLGF；滋养细胞在1%的低氧环境下培养24小时，VEGF mRNA表达显著升高，较氧浓度为21%的对照组高8倍，而PLGF则较对照组低73%；可见VEGF和PLGF对缺氧的反应存在明显的差异，其中生理意义尚待进一步研究。此外，原代细胞滋养细胞和体外合体滋养细胞还能表达Flt-1，但是未见KDR的表达，如果用人类重组VEGF处理，滋养细胞内可以检测到 c-jun N-末端激酶(jnk)的活性，提示滋养细胞源VEGF和PLGF可以与其自身Flt-1结合，发挥生理作用。这与Ahemd等[19]的研究结果相似，他们也发现滋养细胞以及绒毛介质细胞可以同时表达VEGF和Flt-1。上述结果提示：滋养细胞分泌的VEGF可以通过自分泌和旁分泌机理，介导自身分化、迁移和浸润，促进胎盘蜕膜部位血管生长发育和维持胎盘血管的通透性。
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Vuckovic等[20]研究了胎盘蜕膜部位KDR的表达情况，发现早孕期胎盘蜕膜局部血管内皮细胞和绒毛介质细胞存在丰富的KDR表达，尤见于滋养细胞增生活跃的间质部位，而滋养细胞本身则无KDR表达；晚孕期胎盘蜕膜部位也见有KDR表达，但是免疫组化显色强度较早孕期弱。说明胎盘蜕膜部位KDR表达是随妊娠的进程而减弱，这与早孕期胎盘蜕膜部位血管生发和血管化活跃的生理现象相吻合。上述结果提示VEGF以旁分泌方式，经KDR介导促进胎盘蜕膜局部血管网络的生长发育。
四、VEGF与妊高征发病的相关性研究
随着对妊高征发病机理研究的深入，人们已经发现全身血管内皮细胞广泛损伤、胎盘蜕膜部位血管发育不良是妊高征的基本病理改变。目前，血管内皮细胞损伤的机理尚未完全阐明，现有的研究结果提示，免疫介导的滋养细胞浸润不足可能是一个关键因素。由于滋养细胞对子宫螺旋动脉浸润不足，影响妊娠生理性胎盘床血管重铸，造成胎儿胎盘单位缺血缺氧，产生和释放大量的“毒性因子”，进而引起广泛的血管内皮细胞损伤。鉴于VEGF的生理和病理作用，有作者推测，胎盘蜕膜部位VEGF表达异常可能与妊高征的发病有关。
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1995年，美国学者Baker等[21]首先报道了VEGF与妊高征的关系，他们发现妊高征患者外周血VEGF水平升高，并认为这是由于胎盘循环缺氧调节的结果。然而，Layll等[22]同样用ELISA方法研究，却发现分娩前妊高征组VEGF水平显著低于正常妊娠组，分娩后两组间则无显著性差异。这一结果似乎与妊高征胎盘循环缺氧的经典学说相矛盾。虽然，VEGF主要是在胎盘蜕膜局部发挥生理效应，外周血水平因受多种因素影响，难以确切反映妊高征患者的真实情况；但是根据上述结果可以认为，VEGF与妊高征发病可能存在相关性，有必要深入研究。
为了进一步揭示VEGF与妊高征发病之关系，Lyall等[23]作了深入的研究，他们发现妊高征组脐静脉血VEGF水平为50.23 ng/L，正常妊娠组为112.46 ng/L，两者虽然无统计学差异，但是妊高征组呈降低趋势。经免疫组化分析，妊高征组胎盘合体滋养细胞VEGF显色强度显著低于正常妊娠组。结果提示，妊高征患者胎盘蜕膜局部VEGF表达下调。同年，Cooper等[24]从基因转录水平上证明，妊高征患者胎盘蜕膜局部VEGF mRNA表达较正常妊娠者显著下降；而且，VEGF mRNA表达水平随妊娠的进程显著下降。上述资料说明，胎盘蜕膜部位VEGF下调可能与妊高征发病相关。但是，VEGF下调是否为妊高征的原发因素之一尚待研究。
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Ahemd等[25]的一项实验表明，VEGF还可以通过NO途径影响胎盘蜕膜血管的生发功能。他们在体外细胞培养实验发现，人类重组VEGF165能够激活早孕期滋养细胞NOS，促进NO合成，这一效应还表现出显著的剂量-时间依赖关系；滋养细胞在10 ng/ml浓度的VEGF165环境下培养30分钟，即可使NO浓度升高近1倍，这种效应又可以被VEGF和Flt-1单克隆抗体阻断，而不被KDR单抗阻断。有意义的是，作者还发现高浓度的硝普钠(NO供体)能对滋养细胞产生明显的增殖抑制作用，而Flt-1单抗则有明显的促增殖作用(增强3倍)。上述结果显示，胎盘蜕膜部位VEGF的生物学效应存在复杂的分子机理，可以推测VEGF与Flt-1结合可以激活NOS，促进NO合成，起着增强滋养细胞增殖、浸润和维持血管生理功能的作用。如果VEGF分泌不足，则可影响局部NO合成，导致内皮细胞损伤。这与妊高征患者胎盘蜕膜局部NO合成不足的病理机理相吻合。然而，如果胎盘蜕膜部位存在高水平的NO或Flt-1过度活化，又可以通过局部负反馈机制，抑制滋养细胞增殖和浸润。通过这一机制，VEGF有序地调节胎盘蜕膜部位血管的生长发育。
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综上所述，胎盘蜕膜部位VEGF的合成、分泌与正常妊娠生理有着十分密切的关系，而局部VEGF下降，可以直接抑制局部血管的生长发育，导致妊高征的发生，其间涉及复杂的分子调控机理。目前，国外在这一领域的研究方兴未艾，国内同行尚未见有相关报道。可以相信，进一步揭示胎盘蜕膜部位VEGF家族及其受体的表达和调控机理，必然有助于对妊高征发病机理的认识，并为妊高征的防治提供新的途径。
参考文献
1 Carmeliet P, Collen D. Molecular analysis of blood vessel formation and disease. Am J Physiol, 1997, 237: H2091-2104.
2 Mattei MG, Brog JP, Rosnet O, et al. Assignment of vascular endothelial growth factor (VEGF) and placenta growth factor (PLGF) genes to human chromosome 6p12-6p21 and 14q24-14q31 regions, respectively. Genmics, 1996, 32: 168-169.
, 百拇医药
3 Ferara N, Smyth TD. The biology of vascular endotheilial growth factor. Endocrine Rev 1997, 18: 4-25.
4 Ziche M, Maglione D, Ribatti D, et al. Placenta growth factor-1 is chemotactic, mitogenic, and angiogenic. Lab Invest, 1997, 76: 517-531.
5 Olofsson B, Pajusola K, Kaipainen A, et al. Vascular endothelial growth factor-B, a novel growth factor for endothelial cells. Proc Natl Sci USA, 1996, 93: 2576-2581.
, 百拇医药
6 Joukov, V, Palusola K, Kaipainen A, et al. A novel vascular endothelial growth factor, VEGF-C, is a ligant for Flt-4 (VEGFR-3) and KDR (VEGFR-2) receptor tryosine kinases. EMBO J, 1996, 15: 290-298.
7 Senger DR, Ledbetter SR, Claffey KP, et al. Stimulation of endothelial cell migration by vascular permeabiliti factor/vascular endothe- lial growth factor through cooperative mechanisms involving the ανβ 3 integrin, osteopontin, and thrombin. Am J Pathol 1996, 149: 293-305.
, http://www.100md.com
8 Arispe MLL, Dvorak HF. Angiogenesis: a dynamic balance of stimulators and inhibitors. Thromb Haemo, 1997, 78: 672-677.
9 Qu H, Nagy JA, Senger DR, et al. Ultr- astructural localization of vascular perme- ability factor/vascular endothelial growyh factor (VPF/VEGF) to the abluminal plasma membrane and vesi culovascuolar organelles of tumor microvascular endothelium. J Histochem Cytochem, 1995, 43: 381-389.
10 Ziche M, Morbidell L, Choudhuri R, et al. Nitric oxide synthase lies downstream from vascular endothelial growth factor-induced but not basic fibroblast growth factor-induced angiogenesis. J Clin Invest, 1997, 99: 2625-2634.
, http://www.100md.com
11 Murohara T, Horowitz JR, Sliver M, et al. Vascular endothelial growth factor / vascular permeability factor enhances vascular perme- ability via nitric oxide and prostacyclin. Circulation, 1998, 97: 99-107.
12 Ristimaki A, Narko K, Enholm B, et al. Proinflammatory cytokines regulate expression of the lymphatic endothelial mitogen vascular endothelial growth factor-C. J Biol Chem, 1997, 273: 8413-8418.
13 Cao Y, Linden P, Shima D, et al. In vivo angiogenic activity and hypoxia induction of heterodimers of placenta groeth factor/vascular endothelial growth factor. J Clin Invest, 1996, 98: 2507-2511.
, 百拇医药
14 Carmeliet P, Ferreira V, Breier G, et al. Abnormal blood vessel development and lethality in embryos lacking a single VEGF allele. Nature, 1996, 380: 435-439.
15 Christenson LK, Stouffer RL. Follicle stimulating hormone and luteinizing hormone chorionic gonadotropin stimulation of vascular endothelial growth factor production by mac- aque granulosa cells from pre-and periovulatory follicles. J Clin Endocrinol Metab, 1997, 82: 2135-2142.
, http://www.100md.com
16 Shirashi S, Nakagawa K, Kinukawa N, et al. Immunohistochemical localization of vascular endothelial growth factor in the human placenta. Placenta, 1996, 17: 111-121.
17 Vuorela P, Hatva E, Lymboussaki A, et al. Expression of vascular endothelial growth factor and placenta growth factor in human placenta. Biol Reprod, 1997, 56: 489-494.
18 Shore VH, Wang TH, Wang CL, et al. Vascular endothelial growth factor, Placenta growth factor and their receptors in islated human trophoblast. Placenta, 1997, 18: 657-665.
, 百拇医药
19 Ahemd A, Li XF, Dunk C, et al. Coloca- lisation of vascular endothelial growth factor and its Flt-1 receptor in human placenta. Growth Factor, 1997, 12: 235-243.
20 Vuckovic M, Ponting J, Terman BI, et al. Expression of the vascular endothelial growth factor receptor, KDR, in human placenta. J Anat, 1996, 188: 361-368.
21 Baker PN, Krasnow J, Roberts JM, et al. Elevates serum levels of vascular endothelial growth factor in patients with preeclampsia. Obstet Gynecol, 1995, 86: 815-821.
, http://www.100md.com
22 Layll F, Greer IA, Boswell F, et al. Supp- ression of serum vascular endothelial growth factor immunoreactivity in normal pregnancy and in pre-eclampsia. Br J Obstet Gynecol, 1997, 104: 223-228.
23 Lyall F, Young A, Boswell F, et al. Placental expression of vascular endothelial growth factor in placentae from pregnancies complicated by pre-eclampsia and intrauterine growth restr- iction does not support placental hypoxia at delivery. Placenta, 1997, 18: 269-276.
, 百拇医药
24 Cooper JC, Sharkey AM, Jones DSC, et al. Vegf mRNA levels in placentae from pregnancies comlicated by pre-eclampsia. Br J Obstet Gynaecol, 1996, 103: 1191-1196.
25 Ahemd A, Dunk C, Kniss D, et al. Role of VEGF receptor-1(Flt-1) in mediating calcium- dependent nitic oxide release and limiting DNA synthesis in human trophoblast cells. Lab Invest, 1997, 76: 778-791.
(收稿：1998-11-14 修回：1999-01-28), 百拇医药