脂多糖对化学诱癌大鼠抗氧化系统的选择性损害作用*
作者：杨金明 韩德五 赵严
单位：山西医科大学病理生理学教研室(太原 030001)
关键词：脂多糖类；自由基；肝肿瘤；实验性；大鼠
中国病理生理杂志990307 摘 要 目的：观察脂多糖对化学诱癌大鼠抗氧化系统的影响。方法：用0.3 g/L硫代乙酰胺给大鼠饮用6个月，诱发肝硬化癌变模型。大鼠在实验前作脾切除造成肠源性内毒素血症或/和在肝硬化形成时给予外源性脂多糖。结果：无论是外源性或/和肠源性内毒素均可提高肝硬化大鼠内毒素血症水平和肝癌发生率增加趋势。肝内丙二醛(MDA)含量、超氧化物歧化酶(SOD)活性不同程度地增高、而谷胱甘肽过氧化物酶(GSH-Px)和过氧化氢酶(CAT)活性呈降低趋势，并与MDA浓度呈明显负相关(P<0.05)。结论：抗氧化酶类代谢紊乱、特别是CAT活性降低可能与肝硬化癌变的发生发展有关。
, http://www.100md.com Selective impairment of lipopolysaccharide on antioxidant system in rat hepatocarcinogenesis induced by thioacetamide
YANG Jin-Ming,HAN De-Wu,ZHAO Yan
Department of Pathophysiology,Shanxi Medical University,Taiyuan(030001)
Abstract AIM：To study the effect of lipopolysaccharide on antioxidant system in rat hepatocarcinogenesis.METHODS：Hepatocarcinoma in rats was induced by oral intake of 0.3 g/L thioacetamide(TAA) for six months.The TAA-induced rats were treated additionally with splenectomy before commencement of the experiment and/or administration of 8 mg/L lipopolysaccharide(LPS) underlying cirrhosis.RESULTS：The intestinal endotoxin from splenectomy and/or exo-endotoxin from LPS oral administration elevated endotoxemia levels (P<0.05) and increase hepatoma rate;The increased MDA content in liver was inversely correlated to the activities of GSH-Px and catalase (CAT) instead of SOD.CONCLUSION：The impaired GSH-Px and CAT possibly contributed to hepatocarcinogenesis in cirrhotic rats.
, 百拇医药
MeSH Lipopolysaccharides; Free radicals; Live neoplasms,experimental; Rat
临床肝硬化病人都伴有较严重肠源性内毒素血症，体循环中内毒素水平比正常人高3倍以上[1]。进入体内的内毒素80%以上被肝脏摄取、代谢和清除。内毒素在肝脏可诱生自由基介导脂质过氧化反应[2]，而机体的抗氧化酶系统起着协同清除自由基，防止氧化性损伤作用。这些抗氧化酶的异常变化与肿瘤发生、发展和转移有着密切关系[3，4]。在我们的实验中已初步证实了在硫代乙酰胺诱发肝硬化癌变模型基础上，内毒素具有促肝癌发生发展的作用(待发表)，本研究着重于探讨内毒素对肝细胞氧化性损害和对肝内外抗氧化酶活性的影响，以探讨内毒素促癌机制，为临床防治肝硬化癌变提供理论依据。
材料与方法
, 百拇医药
(一)实验动物：雌性Wistar大鼠，体重(125 ±9)g，在无特定病原菌(specific pathogen-free)条件下喂普通饲料和自来水，由本校动物实验中心提供。
(二)材料：硫代乙酰胺(thioacetamide，TAA纯度>99%，上海中心化工厂)；脂多糖(lipopolysaccharide,LPS from E.coli 055:B5，Sigma)；鲎试剂盒(上海伊华临床医学科研公司)；超氧化物岐化酶(superoxide dismutase,SOD)测试盒、丙二醛(malondialdehyde,MDA)测试盒、谷胱甘肽过氧化物酶(glutathione peroxidase,GSH-Px)测试盒、过氧化氢酶(catalase,CAT)测试盒均由南京建成生物工程研究所提供。
(三)肝硬化癌变模型复制和分组处理：30只大鼠随机分为5组。正常对照(control)组只饮用自来水；TAA组饮用0.3 g/L TAA水；TAA+LPS组在诱癌的4～6月期间于0.3 g/L TAA饮水中加8 mg/L LPS(相当于每天 50 μg LPS/100 g BW)；TAA+ST组在实验开始前一周作脾切除(splenectomy,ST)手术；TAA+ST+LPS组在TAA诱发肝癌模型基础上，施加同前两组相同的脾切除和8 mg/L LPS处理。诱癌6个月结束时，乙醚麻醉下，脾主动脉取血分离血浆及取2克肝组织制备肝匀浆。
, 百拇医药
(四)测定指标和方法：蛋白定量用双缩尿法，以牛血清白蛋白作标准；用鲎试剂盒测血浆内毒素；抗氧化酶测试盒测定SOD(羟胺法)，GSH-Px(二硫对二硝基苯甲酸法)，CAT(紫外法)和MDA(硫代巴比妥酸法)，测定步骤按说明书操作。取肝中叶的1/2固定于10%甲醛液，石蜡包埋切片，HE染色，进行组织学观察。
(五)统计处理：数据以
±s表示，用SPSS统计程序对结果作t检验和参数相关性分析。
结果
(一)内毒素血症和肝癌发生率：用0.3 g/L TAA诱发大鼠肝癌的6个月过程中，未见一动物死亡。在TAA作用4个月形成肝硬化时[5]，给予外源性LPS(8 mg/L，2个月)可使实验动物体循环中LPS浓度升高9%(P<0.05)；实验前作脾切除可使TAA诱癌动物肠源性内毒素血症水平明显提高20%(P<0.05)；大鼠饮用0.3 g/L TAA 6个月，肝脏质地变硬，重量显著增加(P<0.01，资料未显示)，肝表面形成增生结节呈浅黄色，癌变部分呈灰白色。镜下可见肝组织纤维化，假小叶形成；癌变肝细胞异型性，呈假腺管型结构；胞核深染，胞浆嗜碱性染色及低度分化现象。不同处理组肉眼可见的肝癌发生率与其内毒素血症水平密切相关(r＝0.99，P<0.01)(表1)。
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表1 不同处理组大鼠内毒素血症和肝癌发生率
Tab 1 Incidence of hepatocarcinoma and endotoxemia in rats (
±s) Group
n
Endotoxin
(×103 EU/L)
Hepatocarcinoma rate
Visible
Under microscope
, http://www.100md.com Control
5
95±15
0%(0/5)
0%(0/5)
TAA
6
108±12
17%(1/6)
50%(3/6)
TAA+LPS
6
118±12*
, 百拇医药
33%(2/6)
50%(3/6)
TAA±ST
6
130±31*
50%(3/6)
67%(4/6)
TAA+ST+LPS
6
130±18*△
67%(4/6)
67%(4/6)
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*P<0.05，vs control group;△P<0.05，vs TAA group
(二)脂质过氧化损伤：MDA是脂质过氧化反应的终末产物，间接反映自由基水平或肝组织脂质过氧化损伤的程度。表2可见，TAA+LPS组和TAA+ST+LPS组大鼠肝脏MDA含量较高，表明大鼠肝硬化时给予外源性LPS能加剧肝脏脂质过氧化损伤作用。肝匀浆MDA浓度比血浆高30～56倍，提示肝脏是自由基产生和清除的最主要器官之一。
(三)抗氧化酶系统变化：尽管各处理组SOD活性都不同程度地高于正常对照组，但以给予外源性LPS处理组的SOD活性变化最为明显，无论肝脏或血浆SOD活性与TAA组相比亦明显增加(P<0.05)。所有诱癌组肝GSH-Px活性均低于正常对照组(P<0.01)，其中受外源性LPS处理组的GSH-Px活性降低最为明显(P<0.01)。CAT测试盒未能检测出血浆CAT活性，而肝脏CAT活性测定结果显示，诱癌各组大鼠肝CAT活性均低于正常对照组(P<0.01)。其中以大鼠脾切除合并外源性LPS处理组CAT活性降低最为显著(P<0.01)(表3)。
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表2 肝匀浆中丙二醛含量和抗氧化酶活性测定
Tab 2 MDA content and antioxidant enzyme activities in liver homogenate (
±s) Group
n
MDA
(nmol/mg pro )
SOD
(nU/mg pro)
GSH-Px
(U/mg pro)
, 百拇医药
CAT
(U/mg pro)
Control
5
0.77±0.13
3.12±0.48
90.0±4.0
0.90±0.12
TAA
6
1.46±0.13
3.25±0.39
, 百拇医药
77.7±6.7
0.68±0.08
TAA+LPS
6
1.53±0.26
3.98±0.45*
67.6±9.1*
0.58±0.12
TAA+ST
6
1.35±0.22
3.60±0.66
, 百拇医药
72.2±6.5
0.57±0.11
TAA+LPS+ST
6
1.95±0.13**
5.22±1.958
59.1±15*
0.50±0.07*
*P<0.05，**P<0.01，vs TAA group;nU/mg pro:nanounit per mg protein表3 血浆中丙二醛含量和抗氧化酶活性测定
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Tab 3 MDA content and antioxidant enzyme activities in plasma(x±s) Group
n
MDA
(nmol/mg pro)
SOD
(nU/mg pro)
GSH-Px
(U/mg pro)
CAT
(U/mg pro)
Control
, 百拇医药
5
0.025±0.0079
1.14±0.33
4.1±0.15
ND
TAA
6
0.032±0.0039
1.82±0.30
3.8±0.06
ND
TAA+LPS
, 百拇医药
6
0.034±0.0104
2.13±0.40*
3.9±0.12
ND
TAA+ST
6
0.033±0.0114
1.89±0.38
3.5±0.45
ND
TAA+LPS+ST
, 百拇医药
6
0.034±0.0049
2.29±0.23*
3.3±0.21**
ND
*P<0.05，**P<0.01，vs TAA group；U/mg pro:unites per mg protein;ND:not detectable
综上参数结果进行相关分析表明，肝脏GSH-Px活性和CAT活性与肝内MDA含量均呈显著的负相关(P<0.01)，相关系数分别为r＝-0.96 和 r＝-0.92；肝脏GSH-Px和CAT活性降低可能是MDA在肝内积累增多及造成肝脏脂质过氧化损伤的主要机制[2，7]。本实验中，肝组织MDA含量变化与内毒素血症水平(P>0.05)、SOD活性(P>0.05)无显著相关关系。
, 百拇医药
讨论
临床研究资料表明，肝硬化病人内毒素血症水平比正常人高3～8倍，通过门静脉的肠源性内毒素只有42%～59%被肝脏清除[1]。流行病学资料提示，无论何种原因导致的肝脾化，其肝癌发生的危险性增加200倍[5]。动物实验发现，[51Cr]标记的内毒素给小鼠静脉注射1 h后，80%以上内毒素分布于肝脏内，提示肝细胞和Kupffer细胞是血循环内毒素的主要清除者[6]。我们应用TAA诱发大鼠肝硬化模型，给予外源性LPS或/和脾切除造成内毒素血症。结果显示，内毒素具有促进肝硬化癌变作用。进入肝脏的内毒素首先被位于肝窦Kupffer细胞吞噬、消化和清除，Kupffer细胞在处理内毒素同时，产生自由基，介导肝细胞脂质过氧化反应[7]。体外实验发现，内毒素不能直接诱导肝细胞脂质过氧化反应，但可通过激活磷脂酶A2，进一步酶促反应生成白三烯B4，产生对白细胞、单核细胞和巨噬细胞的趋化和化学激动作用，使这些细胞聚集并产生自由基，间接引起肝细胞脂质过氧化反应[2，8]。抗氧化酶系统如SOD、GSH-Px和CAT等是自由基的主要清除剂。真核细胞中SOD主要分布于线粒体，具有清除超氧阴离子(
和岐化
转化为H2O2。GSH-Px分布于细胞浆和线粒体，CAT主要分布于过氧化物酶体，两者协同催化分解体内的H2O2和脂质过氧化物，清除过多活性氧，防止DNA损伤或基因突变。尽管过氧化酶类与肿瘤发生发展密切相关[3，4]，但在肿瘤组织及宿主体内这些酶的变化尚无确定规律。
, 百拇医药
从本实验结果可见，无论是外源性LPS或/和肠源性内毒素在促进TAA诱发大鼠肝硬化癌变时，肝内外GSH-Px和CAT活性显著降低(P<0.01)可能是造成MDA生成增加或肝细胞脂质过氧化损伤主要原因；大鼠肝内SOD活性代偿性增高与临床肿瘤患者血清SOD活性变化相一致[9]。可能是由于
灭活CAT活性，而CAT又是细胞SOD活化前的减速酶[10]，所以，CAT活性降低使SOD抗氧化水平升高，以清除过量
，这可能是抗氧化酶系统协调抗氧化反应的机制所在。
*山西省科委归国人员资助课题
参考文献
1 Lunsden AB,Henderson JM,Kutner MH.Endotoxin levels measured by a chromogenic assay in portal,hepatic and peripheral venous blood in patients with cirrhosis.Hepatology,1988,8:232.
, 百拇医药
2 汤习锋，康格非.内毒素致肝细胞损伤的生化机制研究-线粒体膜磷脂降解与脂质过氧化.肝脏病杂志，1993，1：21.
3 Suemizu H,Yoshimura S,Takeichi N,et al.Decreased expression of liver glutathione peroxidase in Long-Evans cinnamon mutant rats predisposed to hepatitis and hepatoma.Hepatology,1994,19:694.
4 Capel ID,Thornley AC.Superoxide dismutase activity,caerulo-plasma activity and lipoperoxide levels in tumor and host tissues of mice bearing the Lewis lung carcinoma.Eur J Cancer Oncol，1982,18:507.
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5 Moreira E,Fontana L,Peviago JL,et al.Changes in fatty acid composition of plasma,liver microsomes,and erythrocytes in liver cirrhosis induced by oral intake of thioacetamide in rats.Hepatology,1995,21:199.
6 Zlydaszyk JC,Moon RJ.Fate of 51 Cr-labeled lipopolysaccharide in tissue culture cells and livers of normal mice.Infect Immun,1976,14:100.
7 王志荣，韩德五，赵元昌，等.Kupffer细胞功能状态对实验性肝损伤的影响.肝脏病杂志，1993，1：24.
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8 黄启福，牛陵群，冀 栋，等.心脉灵注射液对内毒素诱发原代培养肝细胞损伤的作用.中国病理生理杂志，1997，13：221.
9 Dai R,Yu AP,Wang WZ,et al.Determination of superoxide dismutase(SOD) in serum of cancer patients by microchemical luminescence.Chinese J Cancer,1989,11:172.
10 路雪雅.乙醇诱导肝细胞损伤的自由基机理.新消化病杂志，1977，5：200.
1997年6月4日收稿，1997年12月17日修回, 百拇医药
单位：山西医科大学病理生理学教研室(太原 030001)
关键词：脂多糖类；自由基；肝肿瘤；实验性；大鼠
中国病理生理杂志990307 摘 要 目的：观察脂多糖对化学诱癌大鼠抗氧化系统的影响。方法：用0.3 g/L硫代乙酰胺给大鼠饮用6个月，诱发肝硬化癌变模型。大鼠在实验前作脾切除造成肠源性内毒素血症或/和在肝硬化形成时给予外源性脂多糖。结果：无论是外源性或/和肠源性内毒素均可提高肝硬化大鼠内毒素血症水平和肝癌发生率增加趋势。肝内丙二醛(MDA)含量、超氧化物歧化酶(SOD)活性不同程度地增高、而谷胱甘肽过氧化物酶(GSH-Px)和过氧化氢酶(CAT)活性呈降低趋势，并与MDA浓度呈明显负相关(P<0.05)。结论：抗氧化酶类代谢紊乱、特别是CAT活性降低可能与肝硬化癌变的发生发展有关。
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YANG Jin-Ming,HAN De-Wu,ZHAO Yan
Department of Pathophysiology,Shanxi Medical University,Taiyuan(030001)
Abstract AIM：To study the effect of lipopolysaccharide on antioxidant system in rat hepatocarcinogenesis.METHODS：Hepatocarcinoma in rats was induced by oral intake of 0.3 g/L thioacetamide(TAA) for six months.The TAA-induced rats were treated additionally with splenectomy before commencement of the experiment and/or administration of 8 mg/L lipopolysaccharide(LPS) underlying cirrhosis.RESULTS：The intestinal endotoxin from splenectomy and/or exo-endotoxin from LPS oral administration elevated endotoxemia levels (P<0.05) and increase hepatoma rate;The increased MDA content in liver was inversely correlated to the activities of GSH-Px and catalase (CAT) instead of SOD.CONCLUSION：The impaired GSH-Px and CAT possibly contributed to hepatocarcinogenesis in cirrhotic rats.
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MeSH Lipopolysaccharides; Free radicals; Live neoplasms,experimental; Rat
临床肝硬化病人都伴有较严重肠源性内毒素血症，体循环中内毒素水平比正常人高3倍以上[1]。进入体内的内毒素80%以上被肝脏摄取、代谢和清除。内毒素在肝脏可诱生自由基介导脂质过氧化反应[2]，而机体的抗氧化酶系统起着协同清除自由基，防止氧化性损伤作用。这些抗氧化酶的异常变化与肿瘤发生、发展和转移有着密切关系[3，4]。在我们的实验中已初步证实了在硫代乙酰胺诱发肝硬化癌变模型基础上，内毒素具有促肝癌发生发展的作用(待发表)，本研究着重于探讨内毒素对肝细胞氧化性损害和对肝内外抗氧化酶活性的影响，以探讨内毒素促癌机制，为临床防治肝硬化癌变提供理论依据。
材料与方法
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(一)实验动物：雌性Wistar大鼠，体重(125 ±9)g，在无特定病原菌(specific pathogen-free)条件下喂普通饲料和自来水，由本校动物实验中心提供。
(二)材料：硫代乙酰胺(thioacetamide，TAA纯度>99%，上海中心化工厂)；脂多糖(lipopolysaccharide,LPS from E.coli 055:B5，Sigma)；鲎试剂盒(上海伊华临床医学科研公司)；超氧化物岐化酶(superoxide dismutase,SOD)测试盒、丙二醛(malondialdehyde,MDA)测试盒、谷胱甘肽过氧化物酶(glutathione peroxidase,GSH-Px)测试盒、过氧化氢酶(catalase,CAT)测试盒均由南京建成生物工程研究所提供。
(三)肝硬化癌变模型复制和分组处理：30只大鼠随机分为5组。正常对照(control)组只饮用自来水；TAA组饮用0.3 g/L TAA水；TAA+LPS组在诱癌的4～6月期间于0.3 g/L TAA饮水中加8 mg/L LPS(相当于每天 50 μg LPS/100 g BW)；TAA+ST组在实验开始前一周作脾切除(splenectomy,ST)手术；TAA+ST+LPS组在TAA诱发肝癌模型基础上，施加同前两组相同的脾切除和8 mg/L LPS处理。诱癌6个月结束时，乙醚麻醉下，脾主动脉取血分离血浆及取2克肝组织制备肝匀浆。
, 百拇医药
(四)测定指标和方法：蛋白定量用双缩尿法，以牛血清白蛋白作标准；用鲎试剂盒测血浆内毒素；抗氧化酶测试盒测定SOD(羟胺法)，GSH-Px(二硫对二硝基苯甲酸法)，CAT(紫外法)和MDA(硫代巴比妥酸法)，测定步骤按说明书操作。取肝中叶的1/2固定于10%甲醛液，石蜡包埋切片，HE染色，进行组织学观察。
(五)统计处理：数据以
±s表示，用SPSS统计程序对结果作t检验和参数相关性分析。结果
(一)内毒素血症和肝癌发生率：用0.3 g/L TAA诱发大鼠肝癌的6个月过程中，未见一动物死亡。在TAA作用4个月形成肝硬化时[5]，给予外源性LPS(8 mg/L，2个月)可使实验动物体循环中LPS浓度升高9%(P<0.05)；实验前作脾切除可使TAA诱癌动物肠源性内毒素血症水平明显提高20%(P<0.05)；大鼠饮用0.3 g/L TAA 6个月，肝脏质地变硬，重量显著增加(P<0.01，资料未显示)，肝表面形成增生结节呈浅黄色，癌变部分呈灰白色。镜下可见肝组织纤维化，假小叶形成；癌变肝细胞异型性，呈假腺管型结构；胞核深染，胞浆嗜碱性染色及低度分化现象。不同处理组肉眼可见的肝癌发生率与其内毒素血症水平密切相关(r＝0.99，P<0.01)(表1)。
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表1 不同处理组大鼠内毒素血症和肝癌发生率
Tab 1 Incidence of hepatocarcinoma and endotoxemia in rats (
±s) Groupn
Endotoxin
(×103 EU/L)
Hepatocarcinoma rate
Visible
Under microscope
, http://www.100md.com Control
5
95±15
0%(0/5)
0%(0/5)
TAA
6
108±12
17%(1/6)
50%(3/6)
TAA+LPS
6
118±12*
, 百拇医药
33%(2/6)
50%(3/6)
TAA±ST
6
130±31*
50%(3/6)
67%(4/6)
TAA+ST+LPS
6
130±18*△
67%(4/6)
67%(4/6)
, http://www.100md.com
*P<0.05，vs control group;△P<0.05，vs TAA group
(二)脂质过氧化损伤：MDA是脂质过氧化反应的终末产物，间接反映自由基水平或肝组织脂质过氧化损伤的程度。表2可见，TAA+LPS组和TAA+ST+LPS组大鼠肝脏MDA含量较高，表明大鼠肝硬化时给予外源性LPS能加剧肝脏脂质过氧化损伤作用。肝匀浆MDA浓度比血浆高30～56倍，提示肝脏是自由基产生和清除的最主要器官之一。
(三)抗氧化酶系统变化：尽管各处理组SOD活性都不同程度地高于正常对照组，但以给予外源性LPS处理组的SOD活性变化最为明显，无论肝脏或血浆SOD活性与TAA组相比亦明显增加(P<0.05)。所有诱癌组肝GSH-Px活性均低于正常对照组(P<0.01)，其中受外源性LPS处理组的GSH-Px活性降低最为明显(P<0.01)。CAT测试盒未能检测出血浆CAT活性，而肝脏CAT活性测定结果显示，诱癌各组大鼠肝CAT活性均低于正常对照组(P<0.01)。其中以大鼠脾切除合并外源性LPS处理组CAT活性降低最为显著(P<0.01)(表3)。
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表2 肝匀浆中丙二醛含量和抗氧化酶活性测定
Tab 2 MDA content and antioxidant enzyme activities in liver homogenate (
±s) Groupn
MDA
(nmol/mg pro )
SOD
(nU/mg pro)
GSH-Px
(U/mg pro)
, 百拇医药
CAT
(U/mg pro)
Control
5
0.77±0.13
3.12±0.48
90.0±4.0
0.90±0.12
TAA
6
1.46±0.13
3.25±0.39
, 百拇医药
77.7±6.7
0.68±0.08
TAA+LPS
6
1.53±0.26
3.98±0.45*
67.6±9.1*
0.58±0.12
TAA+ST
6
1.35±0.22
3.60±0.66
, 百拇医药
72.2±6.5
0.57±0.11
TAA+LPS+ST
6
1.95±0.13**
5.22±1.958
59.1±15*
0.50±0.07*
*P<0.05，**P<0.01，vs TAA group;nU/mg pro:nanounit per mg protein表3 血浆中丙二醛含量和抗氧化酶活性测定
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Tab 3 MDA content and antioxidant enzyme activities in plasma(x±s) Group
n
MDA
(nmol/mg pro)
SOD
(nU/mg pro)
GSH-Px
(U/mg pro)
CAT
(U/mg pro)
Control
, 百拇医药
5
0.025±0.0079
1.14±0.33
4.1±0.15
ND
TAA
6
0.032±0.0039
1.82±0.30
3.8±0.06
ND
TAA+LPS
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6
0.034±0.0104
2.13±0.40*
3.9±0.12
ND
TAA+ST
6
0.033±0.0114
1.89±0.38
3.5±0.45
ND
TAA+LPS+ST
, 百拇医药
6
0.034±0.0049
2.29±0.23*
3.3±0.21**
ND
*P<0.05，**P<0.01，vs TAA group；U/mg pro:unites per mg protein;ND:not detectable
综上参数结果进行相关分析表明，肝脏GSH-Px活性和CAT活性与肝内MDA含量均呈显著的负相关(P<0.01)，相关系数分别为r＝-0.96 和 r＝-0.92；肝脏GSH-Px和CAT活性降低可能是MDA在肝内积累增多及造成肝脏脂质过氧化损伤的主要机制[2，7]。本实验中，肝组织MDA含量变化与内毒素血症水平(P>0.05)、SOD活性(P>0.05)无显著相关关系。
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讨论
临床研究资料表明，肝硬化病人内毒素血症水平比正常人高3～8倍，通过门静脉的肠源性内毒素只有42%～59%被肝脏清除[1]。流行病学资料提示，无论何种原因导致的肝脾化，其肝癌发生的危险性增加200倍[5]。动物实验发现，[51Cr]标记的内毒素给小鼠静脉注射1 h后，80%以上内毒素分布于肝脏内，提示肝细胞和Kupffer细胞是血循环内毒素的主要清除者[6]。我们应用TAA诱发大鼠肝硬化模型，给予外源性LPS或/和脾切除造成内毒素血症。结果显示，内毒素具有促进肝硬化癌变作用。进入肝脏的内毒素首先被位于肝窦Kupffer细胞吞噬、消化和清除，Kupffer细胞在处理内毒素同时，产生自由基，介导肝细胞脂质过氧化反应[7]。体外实验发现，内毒素不能直接诱导肝细胞脂质过氧化反应，但可通过激活磷脂酶A2，进一步酶促反应生成白三烯B4，产生对白细胞、单核细胞和巨噬细胞的趋化和化学激动作用，使这些细胞聚集并产生自由基，间接引起肝细胞脂质过氧化反应[2，8]。抗氧化酶系统如SOD、GSH-Px和CAT等是自由基的主要清除剂。真核细胞中SOD主要分布于线粒体，具有清除超氧阴离子(
和岐化转化为H2O2。GSH-Px分布于细胞浆和线粒体，CAT主要分布于过氧化物酶体，两者协同催化分解体内的H2O2和脂质过氧化物，清除过多活性氧，防止DNA损伤或基因突变。尽管过氧化酶类与肿瘤发生发展密切相关[3，4]，但在肿瘤组织及宿主体内这些酶的变化尚无确定规律。, 百拇医药
从本实验结果可见，无论是外源性LPS或/和肠源性内毒素在促进TAA诱发大鼠肝硬化癌变时，肝内外GSH-Px和CAT活性显著降低(P<0.01)可能是造成MDA生成增加或肝细胞脂质过氧化损伤主要原因；大鼠肝内SOD活性代偿性增高与临床肿瘤患者血清SOD活性变化相一致[9]。可能是由于
灭活CAT活性，而CAT又是细胞SOD活化前的减速酶[10]，所以，CAT活性降低使SOD抗氧化水平升高，以清除过量，这可能是抗氧化酶系统协调抗氧化反应的机制所在。*山西省科委归国人员资助课题
参考文献
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8 黄启福，牛陵群，冀 栋，等.心脉灵注射液对内毒素诱发原代培养肝细胞损伤的作用.中国病理生理杂志，1997，13：221.
9 Dai R,Yu AP,Wang WZ,et al.Determination of superoxide dismutase(SOD) in serum of cancer patients by microchemical luminescence.Chinese J Cancer,1989,11:172.
10 路雪雅.乙醇诱导肝细胞损伤的自由基机理.新消化病杂志，1977，5：200.
1997年6月4日收稿，1997年12月17日修回, 百拇医药