NMDA受体在发育过程中的表达及其生理意义
作者：郑 功 罗建红
单位：浙江医科大学医学分子生物学实验室，杭州 310031
关键词：
解剖学报/980426
DEVELOPMENTAL REGULATION OF
NMDA RECEPTOR EXPRESSION AND ITS
PHYSIOLOGICAL SIGNIFICANCE* 在脊椎动物的中枢神经系统中，谷氨酸是一种重要的兴奋性神经递质，它在脑中的众多功能是由不同的受体所介导的。谷氨酸受体可分为离子型(ionotropic)和代谢型(metabotropic)两大类。离子型谷氨酸受体即为配体门控性离子通道(ligand-gated ion channel)，按特异的激动剂不同又可分为N-甲基-D-门冬氨酸(N-methyl-D-adpartate,NMDA)和non-NMDA亚型,non-NMDA包括两种受体亚型，即红藻氨酸(kairate acid, KA)和α-氨基-3-羧基-5-甲基恶坐-4-丙酸(α-aminocyclopentane-1, 3-dicarboxylate, AMPA)亚型；代谢型受体是与G蛋白偶联，经细胞内第二信使系统起作用的，包括反式-氨基-环戊基-1，2-二羧酸(ACPD)与L-2-氨基-4-磷酰基丁酸(L-AP4)两种亚型[1]。
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NMDA受体有两个显著区别于其他谷氨酸受体的特性。第1，具有电压依赖的Mg2+离子阻断作用，即当膜电位高于-40mV时，这种Mg2+对NDNA受体的阻断作用消失；第2，NDNA受体不仅对单价离子Na+、K+有通透性，而且对Ca2+具有高通透性[2]，NMDA受体参与了许多复杂的生理和病理机制，如诱导长时程增强作用(long-term potentiation, LTP)[3](因而与学习和记忆机制相关)、控制着发育过程大脑神经元回路(brain circuitry)的结构和突触的可塑性、缺血缺氧导致的兴奋性毒性作用、癫痫的形成以及神经退行性变。
本文综述了发育过程中NMNA受体对突触可塑性的作用，以及与此相关的受体本身表达形式、功能特性和亚单位组成的改变。
1. NMDA受体亚型对突触可塑性的作用
, 百拇医药
有一种理论认为，成年动物大脑中的突触联系，是许多突触竞争的幸存者。当突触反复被激活时，它们的作用也被增强、地位得到巩固，反之就减弱。这种竞争成功的原因是突触前的激活和突触后Ca2+内流的短暂的相互关联[4]。在谷氨酸通路中，这种短暂的关联是由于突触前细胞激活后引起突触后细胞去极化，使得NMDA受体活化，引起Ca2+内流。这种情况在许多感觉系统中，尤其在视觉系统非常典型。视神经纤维从无序的投射，到发育成精细的、高度有序的投射图，这个过程包括突触联系的重新组建[5]。正常金黄地鼠的视网膜神经节细胞主要投射到对侧上丘的浅层。刚出生的金黄地鼠如除去右上丘浅层，同时损坏上丘的中线组织，其左眼的视纤维除了投射到尚存的右上丘深层外，还会跨过中线，投射到在上丘内侧的1/3区。而在上丘的其余浅层区仍如正常动物那样，由右眼投射的视纤维所支配。如在出生后将右眼除去，则左眼的视纤维在跨过中线后，便投射到整个左上丘的表层。
在幼年动物的大脑中，突触前神经元仅能接受到微弱的冲动，因此NMDA受体必须能被微弱的刺激激活。然而随着突触的重建，导致NMDA受体大量激活，Ca2+内流增加。而细胞内高浓度的Ca2+对细胞是有毒性的[6]。因此机体必须减少由NMDA受体流入的Ca2+。在这方面的调节主要是通过改变NMDA受体的数量和结构来实现的。
, 百拇医药
在发育阶段，用拮抗剂阻断NMDA受体就会发现NMDA受体在数量上有增加。NMDA受体在不同脑区，在突触形成过程中数量达到高峰，在成年则有下降。在猫的视区皮层中，NMDA受体数量跟发育的可塑性阶段相关。
在猫视区皮层神经元的电生理研究证实，NMDA受体生理功能与发育的可塑性相关，新生猫第Ⅳ、Ⅴ、Ⅵ视区皮层细胞对拮抗剂的敏感性高于成年猫[7]。另外的研究也显示，在发育的可塑性敏感阶段，NMDA受体容易被活化。如果在此期给NMDA受体拮抗剂D-2-氨基-5-磷酰酸(AP5)，则视神经的可塑性大为减弱。在视区皮层第Ⅲ、Ⅳ层神经元和上丘神经元的研究发现，NMDA受体介导的兴奋性突触后电流(EPSC)同样受发育的调控。成年动物的EPSC延迟时间(duration)较幼年动物短，离子通道的平均开放时间也比幼年动物少[8]。在黑暗中饲养动物，这种NMDA受体介导的EPSC延迟时间的缩短速度和离子通道开放时间的减少速度都将减慢，第Ⅳ、Ⅴ、Ⅵ皮层的功能减弱也会推迟，可塑性有关的灵敏期的开始和结束将被延迟[8]。在海马回，依赖NMDA受体的LTP在出生后的2周以后很快达到高峰，然后下降到成年水平的80%左右。LTP的这种变化，正体现了发育的可塑性的一种形式。在出生后的第3周，LTP和受体功能达到最高点。除了出生早期，海马回的NMDA受体数量增加以外，Mg2+对NMDA受体阻断作用在出生后前3周内也在减弱。同时这段时间中，甘氨酸对于NMDA受体的激活能力也在下降，且这种对甘氨酸的敏感性将继续下降，直到成年水平[9]。这可能起到了削弱发育可塑性的作用，或者是为了平衡细胞外甘氨酸浓度在发育过程中的增高。
, 百拇医药
以上这些NMDA受体功能特性的变化提示受体本身的分子结构、亚单位组成发生了变化。
2. 在发育过程中NMDA受体亚型表达的变化
现已克隆到两个基因家族，它们编码了组成NMDA受体的亚单位蛋白。其一命名为NMDA R1亚单位(NR1)，至少有7个剪接变体(NR1A-G)[10]。另一家族称为NMDA R2亚单位(NR2)，它有4个独立的基因，即NR2A、NR2B、NR2C、NR2D，其中NR2D具有2个剪接变体[11，12]。根据目前的研究结果，一般认为每个NMDA受体复合物是由NR1和NR2两种亚单位共5个亚单位蛋白构成的异聚体，其中NR1是构成受体通道必须的组份，而NR2的介入修饰了作为整体受体通道的功能特征。尽管组成受体复合物亚单位的分子计量(stoichiometry)尚不清楚，但NMDA受体的非均一性，即其分子组成和功能的多样性却是明确的。
, 百拇医药
应用原位杂交和免疫印迹技术，发现上述组成NMDA受体复合物的亚单位在不同脑区的表达随发育阶段而变化。NR1呈全脑性分布。在新生大鼠的所有脑区便可检测到一定量的NR1亚单位，出生后2至3周NR1亚单位表达量达到高峰，此后逐渐下降至成年水平。各个脑区呈现相似的变化模式，而表达的绝对量各不相同[13]。NR2家族的各亚单位在不同脑区、不同阶段的表达具有相当大差异。NR2A亚单位的分布和发育性变化模式类似于NR1[14]。NR2B在胚胎期便有表达，出生时除间脑和脑干以外各区域均有较高含量。在皮层，出生后4d的大鼠，NR2B的表达达到成年水平的55%，第8d达到132%，持续上升，一直到第14d，达到最高水平(成年鼠的149%)，之后逐渐下降至成年水平；而在小脑，出生后NR2B的表达急剧下降，出生3周后几乎不再测得出。NR2C则主要分布于小脑。NR2D在胚胎期和出生后1周的间脑和大脑中有表达，在出生后7～14d内表达呈下降趋势，此后，主要分布于间脑和中脑[11，14，15]。
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在新生大鼠大脑皮层和海马回，NR2BmRNA的水平比NR2AmRNA高得多，但这两个亚单位在成年大鼠中表达量相近，这提示在新生大鼠中，绝大多数NMDA受体由NR1和NR2B两种亚单位构成，而成年鼠脑皮层NMDA受体则呈明显的异质性，主要是含NR1、NR2A和NR2B 3种亚单位的受体，也有部分受体复合物仅由NR1和NR2A或者NR1和NR2B构成[16]。
新生大鼠神经元细胞体外培养也显示，NMDA受体亚单位的表达随时间改变[17]。
3. NMDA受体亚型的药理学及电生理特性
与上述NMDA受体亚单位解剖学分布相应，不同解剖部位的NMDA受体的功能特征也各不相同，例如根据不同配基结合特性有所谓小脑型(cerebeller)、中线丘脑型(midline thalarmic)、亲激动剂型(agonist-preferring)、亲拮抗剂型(antagomistprefering)NMDA受体，这些反映了天然NMDA受体的区域相关的异质性。表明与上述亚单位在发育阶段表达改变相应，NMDA受体的药理学和电生理特性也随之变化。
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在发育过程中，海马回NMDA受体对于Mg2+阻断敏感性增加，对于甘氨酸的敏感性也有变化，由新生海马回RNA表达的受体比成年动物RNA表达的敏感性高许多，这一点前文也曾提到。体外重组受体的功能测试证明NR1/NR2B异聚体比NR1/NR2A对甘氨酸敏感的多[18]，这就也提示NR2A在大脑皮层和海马回的迟发表达有关。NMDA受体对于一种非典型的拮抗剂ifenprodil敏感性在发育阶段的变化，这与对ifenprodil低亲合力的亚单位的表达逐渐增多有关。重组受体NR1/NR2B比NR1/NR2A对ifenprodil的亲合力高许多。NR2AmRNA在大脑皮层迟发表达，与ifenfrodil低亲合力相关。这个结果与含有NR2A亚单位的天然NMDA受体对ifenfrodil低亲合力性一致[19]。
由上可见，发育阶段NR2亚单位的改变与NMDA受体功能特性的变化密切相关[20，21]。
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体外实验发现，NR1亚单位可单独形成功能性纯寡聚体NMDA受体[21]，但由它产生的电流幅度则较脑总mRNA表达后所产生的电流小得多，提示可能存在另外的寡聚体。与NR1相反，NR2亚基单独均不能形成功能性受体。但当它们各自与NR1共同表达后，则能诱发的电流较NR1大数十到上百倍。不同亚基组合的异寡聚体虽显示了NMDA受体的许多共同的功能特征，但它们又表现出各自独有的性质[11，21，22]。如NR1/NR2C通道对Mg2+阻断不敏感；NR1/NR2B和NR1/NR2C通道对Glu或NMDA及甘氨酸的亲和力较NR1/NR2A通道高，NR1/NR2A通道对AP5敏感性均高于NR1/NR2C通道。
对于不同配体的亲合性，与天然NMDA受体类似，对于[H]谷氨酸NR1/2B>NR1/NR2A≈NR1/NR2D>NR1/NR2C>NR1。但是，对于竞争性拮抗剂CGS19755[cis-4-(phospho-nomethyl) piperidne-2-carboxylic acid]和CGP396S3[D，L-CE(-2-amino-4-propy1-5-phosphon1)-3-pentenoic acid]亲和性顺序为NR1/NR2A>NR1/NR2B>NR1/NR2D>NR1/NR2C。对于[3H]MK801，实验测得亲和性变化为NR1/NR2A=NR1/NR2B，NR1>NR1/NR2C=NR1/NR2D[23]。由此可见，重组受体的配基亲和性取决于亚单位的构成，推测NR1/NR2A、NR1/NR2B、NR1/NR2C和NR1/NR2D与天然的亲拮抗剂型、亲激动剂型、小脑型、中线丘脑型分别相关[23，24]。
, 百拇医药
综上所述，NMDA受体在不同发育阶段功能的改变调节着突触可塑性。而这种功能的改变是由于受体的分子结构发生了变化。而受体分子结构与亚单位组成密切相关，此外还受到磷酸化等多种机制的调制。
正如前文所述，天然NMDA受体具有多样性，亚单位组成的化学计量(stoichiometer)仍不清楚。根据我们的研究，成年鼠脑皮层的一部分NMDA受体的亚单位组成方式是“三合体”复合物NR1/NR2A/NR2B[25]。所以，体外重组受体功能特性的研究不能直接用来解释天然NMDA受体，只能显示某种相关性。关于这一点还有待于进一步研究[23，24]。
收稿 1997-12 修回 1998-05
参考文献
[1]Monaghan DT, Bridges RJ, Cotman CW, et al. Annu Rev Pharmacol Toxicl, 1989，29:365
, http://www.100md.com
[2]Bliss TV, Collingridge GL.Nature, 1993,361(6407):31
[3]Moriyoshi K, Masu M, Ishii T, et al. Nature, 1991, 354(6348):31
[4]Lo YJ, Poo MM. Science, 1991,254(5034):1019
[5]Schatz CJ, Stryker MP. Science, 1988,242(4875)：87
[6]Ankarcrona M, Dypbukt JM, Bonfoco E, et al. Neuron, 1995，15(4):961
[7]Fox K, Daw N, Sato H, et al. J Neurosci, 1992，12(7):2672
, 百拇医药
[8]Carmignoto G, Vicini S. Science, 1992, 258(5084):1007
[9]Kleckner NW, Dingledine R. Brain Res Mol Brain Res, 1991, 11(2):151
[10]Ehlers MD, Tingley WG, Huganir RL. Science, 1995, 26(5231):1734
[11]Ishii T, Moriyoshi K, Sukihara H, et al. J Biol Chem, 1993,268(4):2836
[12]Monyer H, Sprengel R, Schoepfer R, et al. Science, 1992,256(5060):1217
, 百拇医药
[13]Luo JH, Bosy TZ, Wang YH, et al. Brain Res Develop Brain Res, 1996, 92(1):10
[14]Portera-Cailliau C, Price DL, Martin LJ. J Neurochem, 1996, 66(2):692
[15]Wenzel A, Villa M, Mohler H, et al. J Neurochem, 1996, 66(3):1240
[16]Sheng M, Cummings J, Roldan LA, et al. Nature, 1994, 368(6467):144
[17]Priestley T, Ochu E, Macaulay AJ. Brain Res Mol Brain Res, 1996,40(2):271
, 百拇医药
[18]Williams K, Zappia AM, Pritchett DB, et al. Mol Pharmacol, 1994, 45(5):803
[19]Williams K.Mol Pharcol, 1993,44(4):851
[20]Riva MA, Tascedda F, Molteni R, et al. Brain Res Mol Brain Res, 1994, 25(3-4)：209
[21]Sheng M, Cummings J, Roldan LA, et al. Nature, 1994, 368(6467)：144
[22]Nakanishi S. Science, 1992, 258(5082):597
, 百拇医药 [23]Laurie DJ, Seeburg PH. Eur J Pharmacol-Mol Pharmacol Sect, 1994,268(3):335
[24]Buller AL, Larson HC, Schneider BE, et al. J Neurosci, 1994,14(9):5471
[25]Luo JH， Wang YH, Robert PY, et al. Mol Pharmacol, 1997,51(1):79
*Medical Molecular Biology Laboratory, Zhjiang Medical University, Hangzhou 310031, China, 百拇医药
单位：浙江医科大学医学分子生物学实验室，杭州 310031
关键词：
解剖学报/980426
DEVELOPMENTAL REGULATION OF
NMDA RECEPTOR EXPRESSION AND ITS
PHYSIOLOGICAL SIGNIFICANCE* 在脊椎动物的中枢神经系统中，谷氨酸是一种重要的兴奋性神经递质，它在脑中的众多功能是由不同的受体所介导的。谷氨酸受体可分为离子型(ionotropic)和代谢型(metabotropic)两大类。离子型谷氨酸受体即为配体门控性离子通道(ligand-gated ion channel)，按特异的激动剂不同又可分为N-甲基-D-门冬氨酸(N-methyl-D-adpartate,NMDA)和non-NMDA亚型,non-NMDA包括两种受体亚型，即红藻氨酸(kairate acid, KA)和α-氨基-3-羧基-5-甲基恶坐-4-丙酸(α-aminocyclopentane-1, 3-dicarboxylate, AMPA)亚型；代谢型受体是与G蛋白偶联，经细胞内第二信使系统起作用的，包括反式-氨基-环戊基-1，2-二羧酸(ACPD)与L-2-氨基-4-磷酰基丁酸(L-AP4)两种亚型[1]。
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NMDA受体有两个显著区别于其他谷氨酸受体的特性。第1，具有电压依赖的Mg2+离子阻断作用，即当膜电位高于-40mV时，这种Mg2+对NDNA受体的阻断作用消失；第2，NDNA受体不仅对单价离子Na+、K+有通透性，而且对Ca2+具有高通透性[2]，NMDA受体参与了许多复杂的生理和病理机制，如诱导长时程增强作用(long-term potentiation, LTP)[3](因而与学习和记忆机制相关)、控制着发育过程大脑神经元回路(brain circuitry)的结构和突触的可塑性、缺血缺氧导致的兴奋性毒性作用、癫痫的形成以及神经退行性变。
本文综述了发育过程中NMNA受体对突触可塑性的作用，以及与此相关的受体本身表达形式、功能特性和亚单位组成的改变。
1. NMDA受体亚型对突触可塑性的作用
, 百拇医药
有一种理论认为，成年动物大脑中的突触联系，是许多突触竞争的幸存者。当突触反复被激活时，它们的作用也被增强、地位得到巩固，反之就减弱。这种竞争成功的原因是突触前的激活和突触后Ca2+内流的短暂的相互关联[4]。在谷氨酸通路中，这种短暂的关联是由于突触前细胞激活后引起突触后细胞去极化，使得NMDA受体活化，引起Ca2+内流。这种情况在许多感觉系统中，尤其在视觉系统非常典型。视神经纤维从无序的投射，到发育成精细的、高度有序的投射图，这个过程包括突触联系的重新组建[5]。正常金黄地鼠的视网膜神经节细胞主要投射到对侧上丘的浅层。刚出生的金黄地鼠如除去右上丘浅层，同时损坏上丘的中线组织，其左眼的视纤维除了投射到尚存的右上丘深层外，还会跨过中线，投射到在上丘内侧的1/3区。而在上丘的其余浅层区仍如正常动物那样，由右眼投射的视纤维所支配。如在出生后将右眼除去，则左眼的视纤维在跨过中线后，便投射到整个左上丘的表层。
在幼年动物的大脑中，突触前神经元仅能接受到微弱的冲动，因此NMDA受体必须能被微弱的刺激激活。然而随着突触的重建，导致NMDA受体大量激活，Ca2+内流增加。而细胞内高浓度的Ca2+对细胞是有毒性的[6]。因此机体必须减少由NMDA受体流入的Ca2+。在这方面的调节主要是通过改变NMDA受体的数量和结构来实现的。
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在发育阶段，用拮抗剂阻断NMDA受体就会发现NMDA受体在数量上有增加。NMDA受体在不同脑区，在突触形成过程中数量达到高峰，在成年则有下降。在猫的视区皮层中，NMDA受体数量跟发育的可塑性阶段相关。
在猫视区皮层神经元的电生理研究证实，NMDA受体生理功能与发育的可塑性相关，新生猫第Ⅳ、Ⅴ、Ⅵ视区皮层细胞对拮抗剂的敏感性高于成年猫[7]。另外的研究也显示，在发育的可塑性敏感阶段，NMDA受体容易被活化。如果在此期给NMDA受体拮抗剂D-2-氨基-5-磷酰酸(AP5)，则视神经的可塑性大为减弱。在视区皮层第Ⅲ、Ⅳ层神经元和上丘神经元的研究发现，NMDA受体介导的兴奋性突触后电流(EPSC)同样受发育的调控。成年动物的EPSC延迟时间(duration)较幼年动物短，离子通道的平均开放时间也比幼年动物少[8]。在黑暗中饲养动物，这种NMDA受体介导的EPSC延迟时间的缩短速度和离子通道开放时间的减少速度都将减慢，第Ⅳ、Ⅴ、Ⅵ皮层的功能减弱也会推迟，可塑性有关的灵敏期的开始和结束将被延迟[8]。在海马回，依赖NMDA受体的LTP在出生后的2周以后很快达到高峰，然后下降到成年水平的80%左右。LTP的这种变化，正体现了发育的可塑性的一种形式。在出生后的第3周，LTP和受体功能达到最高点。除了出生早期，海马回的NMDA受体数量增加以外，Mg2+对NMDA受体阻断作用在出生后前3周内也在减弱。同时这段时间中，甘氨酸对于NMDA受体的激活能力也在下降，且这种对甘氨酸的敏感性将继续下降，直到成年水平[9]。这可能起到了削弱发育可塑性的作用，或者是为了平衡细胞外甘氨酸浓度在发育过程中的增高。
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以上这些NMDA受体功能特性的变化提示受体本身的分子结构、亚单位组成发生了变化。
2. 在发育过程中NMDA受体亚型表达的变化
现已克隆到两个基因家族，它们编码了组成NMDA受体的亚单位蛋白。其一命名为NMDA R1亚单位(NR1)，至少有7个剪接变体(NR1A-G)[10]。另一家族称为NMDA R2亚单位(NR2)，它有4个独立的基因，即NR2A、NR2B、NR2C、NR2D，其中NR2D具有2个剪接变体[11，12]。根据目前的研究结果，一般认为每个NMDA受体复合物是由NR1和NR2两种亚单位共5个亚单位蛋白构成的异聚体，其中NR1是构成受体通道必须的组份，而NR2的介入修饰了作为整体受体通道的功能特征。尽管组成受体复合物亚单位的分子计量(stoichiometry)尚不清楚，但NMDA受体的非均一性，即其分子组成和功能的多样性却是明确的。
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应用原位杂交和免疫印迹技术，发现上述组成NMDA受体复合物的亚单位在不同脑区的表达随发育阶段而变化。NR1呈全脑性分布。在新生大鼠的所有脑区便可检测到一定量的NR1亚单位，出生后2至3周NR1亚单位表达量达到高峰，此后逐渐下降至成年水平。各个脑区呈现相似的变化模式，而表达的绝对量各不相同[13]。NR2家族的各亚单位在不同脑区、不同阶段的表达具有相当大差异。NR2A亚单位的分布和发育性变化模式类似于NR1[14]。NR2B在胚胎期便有表达，出生时除间脑和脑干以外各区域均有较高含量。在皮层，出生后4d的大鼠，NR2B的表达达到成年水平的55%，第8d达到132%，持续上升，一直到第14d，达到最高水平(成年鼠的149%)，之后逐渐下降至成年水平；而在小脑，出生后NR2B的表达急剧下降，出生3周后几乎不再测得出。NR2C则主要分布于小脑。NR2D在胚胎期和出生后1周的间脑和大脑中有表达，在出生后7～14d内表达呈下降趋势，此后，主要分布于间脑和中脑[11，14，15]。
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在新生大鼠大脑皮层和海马回，NR2BmRNA的水平比NR2AmRNA高得多，但这两个亚单位在成年大鼠中表达量相近，这提示在新生大鼠中，绝大多数NMDA受体由NR1和NR2B两种亚单位构成，而成年鼠脑皮层NMDA受体则呈明显的异质性，主要是含NR1、NR2A和NR2B 3种亚单位的受体，也有部分受体复合物仅由NR1和NR2A或者NR1和NR2B构成[16]。
新生大鼠神经元细胞体外培养也显示，NMDA受体亚单位的表达随时间改变[17]。
3. NMDA受体亚型的药理学及电生理特性
与上述NMDA受体亚单位解剖学分布相应，不同解剖部位的NMDA受体的功能特征也各不相同，例如根据不同配基结合特性有所谓小脑型(cerebeller)、中线丘脑型(midline thalarmic)、亲激动剂型(agonist-preferring)、亲拮抗剂型(antagomistprefering)NMDA受体，这些反映了天然NMDA受体的区域相关的异质性。表明与上述亚单位在发育阶段表达改变相应，NMDA受体的药理学和电生理特性也随之变化。
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在发育过程中，海马回NMDA受体对于Mg2+阻断敏感性增加，对于甘氨酸的敏感性也有变化，由新生海马回RNA表达的受体比成年动物RNA表达的敏感性高许多，这一点前文也曾提到。体外重组受体的功能测试证明NR1/NR2B异聚体比NR1/NR2A对甘氨酸敏感的多[18]，这就也提示NR2A在大脑皮层和海马回的迟发表达有关。NMDA受体对于一种非典型的拮抗剂ifenprodil敏感性在发育阶段的变化，这与对ifenprodil低亲合力的亚单位的表达逐渐增多有关。重组受体NR1/NR2B比NR1/NR2A对ifenprodil的亲合力高许多。NR2AmRNA在大脑皮层迟发表达，与ifenfrodil低亲合力相关。这个结果与含有NR2A亚单位的天然NMDA受体对ifenfrodil低亲合力性一致[19]。
由上可见，发育阶段NR2亚单位的改变与NMDA受体功能特性的变化密切相关[20，21]。
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体外实验发现，NR1亚单位可单独形成功能性纯寡聚体NMDA受体[21]，但由它产生的电流幅度则较脑总mRNA表达后所产生的电流小得多，提示可能存在另外的寡聚体。与NR1相反，NR2亚基单独均不能形成功能性受体。但当它们各自与NR1共同表达后，则能诱发的电流较NR1大数十到上百倍。不同亚基组合的异寡聚体虽显示了NMDA受体的许多共同的功能特征，但它们又表现出各自独有的性质[11，21，22]。如NR1/NR2C通道对Mg2+阻断不敏感；NR1/NR2B和NR1/NR2C通道对Glu或NMDA及甘氨酸的亲和力较NR1/NR2A通道高，NR1/NR2A通道对AP5敏感性均高于NR1/NR2C通道。
对于不同配体的亲合性，与天然NMDA受体类似，对于[H]谷氨酸NR1/2B>NR1/NR2A≈NR1/NR2D>NR1/NR2C>NR1。但是，对于竞争性拮抗剂CGS19755[cis-4-(phospho-nomethyl) piperidne-2-carboxylic acid]和CGP396S3[D，L-CE(-2-amino-4-propy1-5-phosphon1)-3-pentenoic acid]亲和性顺序为NR1/NR2A>NR1/NR2B>NR1/NR2D>NR1/NR2C。对于[3H]MK801，实验测得亲和性变化为NR1/NR2A=NR1/NR2B，NR1>NR1/NR2C=NR1/NR2D[23]。由此可见，重组受体的配基亲和性取决于亚单位的构成，推测NR1/NR2A、NR1/NR2B、NR1/NR2C和NR1/NR2D与天然的亲拮抗剂型、亲激动剂型、小脑型、中线丘脑型分别相关[23，24]。
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综上所述，NMDA受体在不同发育阶段功能的改变调节着突触可塑性。而这种功能的改变是由于受体的分子结构发生了变化。而受体分子结构与亚单位组成密切相关，此外还受到磷酸化等多种机制的调制。
正如前文所述，天然NMDA受体具有多样性，亚单位组成的化学计量(stoichiometer)仍不清楚。根据我们的研究，成年鼠脑皮层的一部分NMDA受体的亚单位组成方式是“三合体”复合物NR1/NR2A/NR2B[25]。所以，体外重组受体功能特性的研究不能直接用来解释天然NMDA受体，只能显示某种相关性。关于这一点还有待于进一步研究[23，24]。
收稿 1997-12 修回 1998-05
参考文献
[1]Monaghan DT, Bridges RJ, Cotman CW, et al. Annu Rev Pharmacol Toxicl, 1989，29:365
, http://www.100md.com
[2]Bliss TV, Collingridge GL.Nature, 1993,361(6407):31
[3]Moriyoshi K, Masu M, Ishii T, et al. Nature, 1991, 354(6348):31
[4]Lo YJ, Poo MM. Science, 1991,254(5034):1019
[5]Schatz CJ, Stryker MP. Science, 1988,242(4875)：87
[6]Ankarcrona M, Dypbukt JM, Bonfoco E, et al. Neuron, 1995，15(4):961
[7]Fox K, Daw N, Sato H, et al. J Neurosci, 1992，12(7):2672
, 百拇医药
[8]Carmignoto G, Vicini S. Science, 1992, 258(5084):1007
[9]Kleckner NW, Dingledine R. Brain Res Mol Brain Res, 1991, 11(2):151
[10]Ehlers MD, Tingley WG, Huganir RL. Science, 1995, 26(5231):1734
[11]Ishii T, Moriyoshi K, Sukihara H, et al. J Biol Chem, 1993,268(4):2836
[12]Monyer H, Sprengel R, Schoepfer R, et al. Science, 1992,256(5060):1217
, 百拇医药
[13]Luo JH, Bosy TZ, Wang YH, et al. Brain Res Develop Brain Res, 1996, 92(1):10
[14]Portera-Cailliau C, Price DL, Martin LJ. J Neurochem, 1996, 66(2):692
[15]Wenzel A, Villa M, Mohler H, et al. J Neurochem, 1996, 66(3):1240
[16]Sheng M, Cummings J, Roldan LA, et al. Nature, 1994, 368(6467):144
[17]Priestley T, Ochu E, Macaulay AJ. Brain Res Mol Brain Res, 1996,40(2):271
, 百拇医药
[18]Williams K, Zappia AM, Pritchett DB, et al. Mol Pharmacol, 1994, 45(5):803
[19]Williams K.Mol Pharcol, 1993,44(4):851
[20]Riva MA, Tascedda F, Molteni R, et al. Brain Res Mol Brain Res, 1994, 25(3-4)：209
[21]Sheng M, Cummings J, Roldan LA, et al. Nature, 1994, 368(6467)：144
[22]Nakanishi S. Science, 1992, 258(5082):597
, 百拇医药 [23]Laurie DJ, Seeburg PH. Eur J Pharmacol-Mol Pharmacol Sect, 1994,268(3):335
[24]Buller AL, Larson HC, Schneider BE, et al. J Neurosci, 1994,14(9):5471
[25]Luo JH， Wang YH, Robert PY, et al. Mol Pharmacol, 1997,51(1):79
*Medical Molecular Biology Laboratory, Zhjiang Medical University, Hangzhou 310031, China, 百拇医药